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        用bradford法定量蛋白的时候,用紫外分光光度计做线性的时候,相关系数总是做的不好,有没有相似经验的?

        相关实验:基于蛋白质化学呈色反应测定蛋白质总含量

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        做药鹏

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        3 个回答

        user-title

        dxy_emzv2873

        有帮助

        首先,实验习惯很重要,用枪的手法也是有标准的,可以去搜搜,保证稀释浓度准确。

        其次,样品用的什么溶剂,标准品也用什么溶剂溶解,保持一致。

        还有一点很重要,但是经常被忽视的:溶液里有些物质会对bradford法有影响。bradford法不受还原试剂的影响,样品中β–巯基乙醇的浓度可高达1M,DTT浓度的可高达5mM。但会收到略高浓度的去垢剂的影响,需要确保SDS低于0.01%,Triton X-100低于0.05%,Tween20、60、80低于0.015%。

        如果某个点比较偏移标曲,那就删去这个点。这样我测出来的标曲基本在0.98

        最后,如果样品中没有还原剂,推荐用BCA法测蛋白浓度,标曲线性度非常好,0.999也是常有的。

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        bamboopiggy

        有帮助

        相关性不好,说明你加样有问题,不需要所有点都在趋势线上,大概差不多就行,反正测的浓度也是一个参考值

        user-title

        Eason老歌迷

        有帮助

        用考马斯亮蓝检测时,应该注意,当吸光度大于 0.8A 时,请把样本稀释后再测定。样品稀释浓度最好在标准曲线范围之间。Bradford 法测定蛋白浓度时待测样品浓度在 1~1500 ug/mL浓度范围内有较好的线性关系。 您也可以根据需要调整标准蛋白稀释浓度范围来绘制标准曲线,以便得到更精确的结果。最好使用塑料或玻璃比色皿。染料-蛋白结合物附着在石英比色皿后难以洗去,因此不宜使用石英比色皿。如使用石英比色皿,使用后立即用少量 95%的乙醇荡洗,以洗去染色。用完后可以乙醇反复清洗。塑料比色皿决不可用乙醇或丙酮长时间浸泡。比色顺序从蛋白浓度低的管开始,中间不必清洗比色皿,以免影响结果。

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