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        免疫组化检测时,如何控制显色背景?

        相关实验:免疫组化

        user-title

        土井挞克树

        免疫组化检测时,如何控制显色背景?

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        3 个回答

        user-title

        huarenqiang5

        有帮助

        1、每一步一定要充分清洗,做细胞培养片子时,要避免冲洗液直接冲到细胞上,以防将细胞冲走。

        2、控制好DAB染色时间,最好在显微镜下控制时间,在我们的实验过程中,发现DAB染色时间与书上描写的(要求5-15分钟)差异很大,一般120秒就开始变色,时间过长将出现明显的假阳性结果。

        3、一抗的浓度不能太高,否则会竞争性拮抗.但也不能太低,每次冲洗要把水吸干,否则会人为地降低浓度。

        4、一抗如果是单抗的话,建议腹水1:1000稀释,纯化抗体使用2~10ug/ml工作浓度,若是多抗血清,背景难免会高一些,能纯化尽量纯化;当然了,如果是商品化的多抗,一般都是经过抗原反相纯化过的,效果应当比单抗还好,稀释比例参考单抗。

        5、BSA、DAB要过滤。

        6、甲醇、H2O2处理要合适。

        7、注意孵育温度。

        user-title

        sswei

        有帮助

        在显色之前充分洗涤浸泡,若背景仍高的话可以用热的PBS洗涤;在显色时,一定要在镜下严格观察结果变化,而不是一味的看显色时间。

        user-title

        loveliufudan

        有帮助

        显色背景是免疫组化检测中常见的问题之一,可能会影响图像的质量和分析结果的准确性。以下是几种常用的方法来控制显色背景:

        阻断非特异性结合:在进行免疫组化染色前,可以使用一些非特异性抗体或蛋白质来阻断非特异性结合。例如,可以使用5%牛血清蛋白或者5%蛋白酶抑制剂等来进行阻断。

        优化抗体浓度:抗体浓度的过高或过低都可能导致显色背景增加。因此,需要通过试验来确定最佳抗体浓度,以使显色背景最小化。

        增加洗涤步骤:增加洗涤步骤可以帮助去除非特异性结合和杂质,从而降低显色背景。应该使用合适的洗涤缓冲液和洗涤次数,以确保彻底去除非特异性结合和杂质。

        使用适当的检测系统:在选择检测系统时,应根据实验需要选择合适的显色底物。例如,使用碳酸酸性磷酸盐缓冲液或醋酸钠缓冲液可以减少显色背景。

        应用负对照:在进行免疫组化染色前,应设置负对照,以确定任何显色背景是特异性还是非特异性。负对照应使用相同的步骤,但省略原发性抗体。

        总之,在进行免疫组化染色时,应该注意合适的阻断剂使用、优化抗体浓度、增加洗涤步骤、选择合适的检测系统和使用负对照等控制显色背景。

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