动物灌注 神经组织学经验

动物模型的组织处理，大多都需要固定液灌注，但是很多时候因为技术原因，都达不到要求，尤其是小鼠，灌注针很难插进主动脉或是很容易扎破动脉，这里有些经验可以分享一下。

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需要的器械和材料：

灌注泵，注射器泵或蠕动泵都可以，大动物推荐蠕动泵，小鼠可以用注射器泵。

转换接头，管子，静脉输液针。

小鼠灌注需要注射器，100或60毫升，60或30毫升各一具。

解剖显微镜，剪刀镊子，显微手术剪，尖镊子，胶带，称量皿或其他合适小盒都可以。

灌注液，4度PBS，室温4%PFA，如果操作正确，每种液体60到100毫升就足够了。

麻醉剂，不限，保证动物不死又不动就好，推荐麻醉药和肌松药搭配用。

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步骤：

1. 小鼠麻醉，用胶带固定四肢和尾巴，剪开腹腔，从两侧剪开胸腔，注意不要横断胸骨，掀开就可以了，否则会漏液。

2. 暴露心脏，剪开右心耳，排空管道气体，输液针头锐角穿过左胸壁皮肤肌肉，插入左心室0.3-0.5厘米，这里针头穿过胸壁会固定得比较好，如果悬空插，会很难固定，容易把心脏扎漏。见图1，2，3

3. 开始灌注，先灌30毫升pbs，可以用三通管手推注射器，一分钟10毫升的速度就可以，20多毫升时血就差不多没了。然后换成4%PFA，打开电泵，速度设成一分钟1毫升，开始时老鼠会有角弓反张，接下来肝脏，肠管慢慢扩张，最后肺叶扩张，口鼻有固定液流出，这说明固定液已经从体循环到了肺循环，是灌注好的标志，见图4，5

如果开始肺叶就扩张，口鼻出水，角弓反张不明显，说明针尖扎到右心。

4. 去掉管子，针，取下老鼠，后颈横剪一刀，分离头部皮肤，剪开，鼻骨横剪一刀，两侧眼耳之间各剪一刀，后颈开始，沿中线剪开颅骨，用镊子分离组织，剪下放入4%PFA，4度继续固定。

用的图是做TIMM灌注时拍的，所以肝脏是黑色的，如果是单纯PFA灌注，肝脏应该是发白的。