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- 天津
- LTS1077-1
- 2025年07月16日
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常温
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12个月
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大量供应
- 供应商：
上海研谨生物科技
- 规格：
200ml
人外周血淋巴细胞分离液说明书
本品用于分离人外周血淋巴细胞（FICOLL配制）
【包装规格】
200ml/瓶
【货号】
LTS1077-1
【适用仪器】
最大离心力可达 1200g 的水平转子离心机
【检验方法】
全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。
通用实验方法
以 0.5ml 后续实验所需相应液体重悬目的细胞。
注：血液样品量增大时，可通过改变离心管直径的方法始终保持样本量高度与分离液高度为
2.4cm 与 3cm，其他分离条件不变。
为满足客户实际使用需求，根据不同血液样本量推荐具体实验操作方法如下：
一、 使用 15ml 离心管时：
情况 A：血液样本量小于 3ml 时，实验方法如下：
细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
情况 B：血液样本量为 3-6ml 时，实验方法如下：
二、 使用 50ml 离心管时：
情况 A：血液样本量为 6-10ml 时，实验方法如下：
本品用于分离人外周血淋巴细胞（FICOLL配制）
【包装规格】
200ml/瓶
【货号】
LTS1077-1
【适用仪器】
最大离心力可达 1200g 的水平转子离心机
【检验方法】
全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。
通用实验方法
- 取 2ml 新鲜抗凝血与 2ml 样本稀释液（产品编号：2010C1119）混匀。
- 取一支 15ml 离心管，加入 3ml 分离液，用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液之液面上，400g，30-40min。
- 离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
- 取白环层，加入 3 倍体积的清洗液（产品编号：2010X1118）混匀，60-100g，离心 10min，弃上清。
- 加 6-8ml 清洗液（产品编号：2010X1118）混匀，60-100g，离心 10min，弃去上清，后
以 0.5ml 后续实验所需相应液体重悬目的细胞。
注：血液样品量增大时，可通过改变离心管直径的方法始终保持样本量高度与分离液高度为
2.4cm 与 3cm，其他分离条件不变。
为满足客户实际使用需求，根据不同血液样本量推荐具体实验操作方法如下：
一、 使用 15ml 离心管时：
情况 A：血液样本量小于 3ml 时，实验方法如下：
- 取一支 15ml 离心管，加入 3ml 分离液。
- 用吸管小心吸取血液样本加于分离液之液面上，400-650g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。
- 离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴
细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
- 用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml 离心管中，向所得离心管中加入 10ml 清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
- 250g，离心 10min。
- 弃上清。
- 用吸管以 5ml 清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。
- 250g，离心 10min。
- 重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml 后续实验所需相应液体重悬细胞。
情况 B：血液样本量为 3-6ml 时，实验方法如下：
- 取一支 15ml 离心管，先加入与血液样本等量的分离液。
- 用吸管小心吸取血液样本加于分离液之液面上，450-650g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果，但最大离心力最好不超过 1200g）。
- 离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
- 用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml 离心管中，向所得离心管中加入 10ml 清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
- 250g，离心 10min。
- 弃上清。
- 用吸管以 5ml 清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。
- 250g，离心 10min。
- 重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml 后续实验所需相应液体重悬细胞。
二、 使用 50ml 离心管时：
情况 A：血液样本量为 6-10ml 时，实验方法如下：
- 取一支 50ml 离心管，先加入与血液样本等量的分离液。
- 用吸管小心吸取血液样本加于分离液之液面上，500-950g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果，但最大离心力最好不超过 1200g）。
- 离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴
细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
- 用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml 离心管中，向所得离心管中加入 10ml 清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
- 250g，离心 10min。
- 弃上清。
- 用吸管以 5ml 清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。
- 250g，离心 10min。
- 重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml 后续实验所需相应液体重悬细胞。
情况 B：血液样本量为 10-20ml 时，实验方法如下：
- 取一支 50ml 离心管，先加入与血液样本等量的分离液。
- 用吸管小心吸取血液样本加于分离液之液面上，500-1100g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果，但最大离心力最好不超过 1200g）。
- 离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
- 用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml 离心管中，向所得离心管中加入 10ml 清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
- 250g，离心 10min。
- 弃上清。
- 用吸管以 5ml 清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。
- 250g，离心 10min。
- 重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml 后续实验所需相应液体重悬细胞。
【注意事项】
- 全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h 内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h 后分离效果更差甚至不能达到分离目的。
- 本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。
- 吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。
- 吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。
- 如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。
- 当血液样本粘度过高需稀释时，最优稀释方法：将血液与样本稀释液（产品编号：2010C1119）1:1 稀释混匀备用。注：不当的稀释方法会降低细胞得率及活性。如血液样本经过稀释则分离过程中需适当降低离心力和离心时间。
- 因血液样本的个体差异及血液粘度不同，需调整离心力及离心时间，离心力最大不超过
1000g。
【储存条件及有效期】
常温保存，有效期 2 年。本品易感染细菌，需无菌条件操作。无菌条件下操作，启
封后置常温保存。如 4℃保存，本分离液易出现白色结晶，影响分离效果。
【参考值（参考范围）】
本实验淋巴细胞提取率及纯度均大于 80%。
下表为成年人外周血中各种细胞的数量及比例，用户可适当进行参考。
| 红细胞 | 白细胞 | 血小板 | |||||||||||||
| （4.0-10.0）×109 | |||||||||||||||
| （4.0-5.5）×1012 | （1.0-3.0）×1011 | ||||||||||||||
| 含量（个/L） | 中性粒细胞 | 淋巴细胞 | 单核细胞 | ||||||||||||
| 50%-70% | 20%-40% | 3%-8% | |||||||||||||
| 【新型离心管最佳实验技术方案】 | |||||||||||||||
| 抗凝血液 | 稀释液 | 分离液 | 离心力 | 离心时间 | |||||||||||
| 15mL 离心管 | 3mL | 3mL | 约 4mL | ||||||||||||
| （与隔片持平） | 400-500g | ||||||||||||||
| 4mL | / | ||||||||||||||
| （最大不超过 | 20-30min | ||||||||||||||
| 10mL | 10mL | 约 15mL | |||||||||||||
| 50mL 离心管 | 1000g） | ||||||||||||||
| 15mL | / | （与隔片持平） | |||||||||||||
【相关实验技术方案】
- 所获得淋巴细胞的培养技术。
- 所获得淋巴细胞的核酸提取技术。
- 所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术C.原位杂交技术
D.PCR 技术
【可能存在的问题及解决方法】
1. 由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
| 出现情况 | 出现原因 | 建议解决方案 |
| 离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层 | 转速过小或离心时间过短 | 适当增减转速 |
| 离心后目的细胞存在于分离液中 | 转速过大或离心时间过长 | |
| 离心后白环层弥散 | 细胞密度过大 | 调整细胞密度 |
| 离心后白环层太浅或看不见 | 细胞密度过小 | |
- 本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离心时间，对离心转速进行调整。
- 本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可
能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。
注：在对离心条件进行调整时，离心转速的加减以 50-100g 为基数，直至达到最佳分离效果，离心力最小不得小于 400g，最大不得大于 1200g。离心时间以 20-30min 为准。
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文献和实验相关实验
人外周血PBMC的制备流程 收集抗凝人外周血，用 1640 无血清培养基或 PBS 按照 1:1 的比例稀释，上下颠倒混匀或者用移液枪吹打混匀。 在 15 mL 离心管中，先加入 3 mL 充分混匀的 Ficoll 液（1.077 g/mL），再沿着管壁缓慢加入2 mL稀释后的血液，血液和 Ficoll 液分层明显为成功。 注：Ficoll 提前半小时从 4℃ 冰箱取出恢复到室温，温度过高会导致分离不明显，温度过低会导致密度过大，同样分离效果不好， 20~25℃ 最佳。。 将样本小心转移
问：FICOLL离心后分界面不清楚一般是什么原因？答：原因有很多种：1、FICOLL没有室温平衡；2、血液稀释时没有充分混匀；3、加血的时候就分层不清；4、血液抗凝不充分，细胞成块，建议采好血后室温放置半小时~1小时期间不时的混匀；5、个体差异，同一种实验条件，不同来源血可能情况不一；6、离心速度过小以致尚未完全分层，或离心期间速度不稳定；7、降速太快，降速时间应5min以上。答：1、比例要恰当：稀释后的血液：淋巴细胞分离液为1：1。2、血液平铺到淋巴细胞分离液上是否分层清晰？3、离心机不能
Ficoll：一种已灭菌的，特定密度的密度梯度离心介质。被广泛用作从外周血、骨髓及脐带血中分离高活性的单个核细胞。 Ficoll-Paque溶液包含： Ficoll PM400：由高分子量蔗糖（Mr 400K）聚合物与表氯醇聚合合成(凝集红细胞) 泛影酸钠：使溶液在低粘度下具有高密度 EDTA二钠钙 Ficoll的保存：开盖前保存在4℃~30℃（避光），开盖后保存在 4℃~8℃（避光） Ficoll 产品细分如下： 使用Ficoll (1.077g/ml) 分离人外周血
技术资料暂无技术资料 索取技术资料
人外周血淋巴细胞分离液(FICOLL配制)
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