LPS诱导急性肺损伤模型

一、LPS的肺损伤机制

LPS（脂多糖）通过激活先天免疫系统触发肺损伤，核心通路包括：

1. TLR4/NF-κB信号轴激活
   • LPS与脂多糖结合蛋白（LBP）结合后，由CD14转运至细胞表面，与TLR4-MD2复合体结合，通过MyD88衔接蛋白激活NF-κB，驱动促炎因子（TNF-α、IL-1β、IL-6）和趋化因子（如Ccl2、Ccl5）表达 。
2. 炎症级联放大
   • 大量中性粒细胞（PMN）浸润肺泡腔，释放活性氧（ROS）和蛋白酶，破坏肺泡-毛细血管屏障，导致肺水肿 。
3. 细胞死亡与屏障损伤
   • 肺泡上皮细胞（尤其是I型）凋亡或坏死，内皮细胞连接断裂，增加血管通透性 。
4. 氧化应激与继发损伤
   • 诱导型一氧化氮合酶（iNOS）上调，产生过量NO，加重氧化损伤 。

关键标志物：

• 炎症因子：TNF-α、IL-6、IL-1β、HMGB1 
• 氧化应激：iNOS、MPO（髓过氧化物酶）
• 屏障损伤：肺泡灌洗液（BALF）总蛋白、肺湿/干重比（W/D）

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二、动物模型构建方法

1. 实验动物选择

• 物种：小鼠（C57BL/6J最常用）、大鼠（SD/Wistar）。
• 品系差异：C57BL/6J对LPS敏感，昆明小鼠/ICR失败率高 。
• 性别与年龄：成年雄性为主（避免雌激素抗炎干扰）。

2. 造模方法对比

给药途径	操作要点	优缺点	适用场景
气管内滴注	麻醉后气管切开，注入LPS（小鼠2–5 mg/kg，大鼠5 mg/kg）	病灶均匀，病理贴近临床；操作技术要求高	机制研究、药物筛选
鼻内滴注/吸入	无需麻醉，滴鼻LPS（小鼠200 μg/只）或雾化吸入（3 mg/mL，24h）	操作简便，适合大样本；分布可能不均	高通量筛选
静脉注射	尾静脉/股静脉注射LPS（大鼠6 mg/kg）	全身炎症反应模拟；易伴多器官损伤	全身性炎症研究
腹腔注射	腹腔注射LPS（小鼠5–10 mg/kg）	操作简单；肺损伤程度较轻	初步药效验证

剂量与时间：

• 成模时间：急性炎症期（6–12h）、损伤高峰（24–48h）。
• 雾化LPS：12h即可建立稳定ALI模型 。

3. 复合模型优化

• 双重打击模型：LPS联合机械通气或细菌感染，更贴近临床脓毒症ALI 。
• 基因修饰模型：TLR4敲除鼠、Ficolin敲除鼠（减轻M1巨噬细胞极化）。

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三、模型评估体系

1. 病理学评估

• 组织染色：
  • H&E染色：量化肺泡出血、炎症浸润、间隔增厚 。
  • Masson染色：胶原沉积（纤维化前期）。
• 评分标准：Ashcroft评分或Szapiel评分 。
• 超微结构：透射电镜（TEM）观察线粒体损伤、上皮细胞断裂 。

2. 功能指标

指标	检测方法	意义
肺湿/干重比（W/D）	肺组织称重	直接反映肺水肿程度
BALF总蛋白	比色法	评估肺泡-毛细血管屏障通透性
动脉血气分析	血氧分压（PaO₂）	肺换气功能指标
髓过氧化物酶（MPO）	比色法	中性粒细胞浸润程度

3. 分子与细胞检测

• 炎症因子：ELISA检测BALF或血清中TNF-α、IL-6 。
• 氧化应激：SOD/GSH（抗氧化酶）、MDA（脂质过氧化物）。
• 免疫细胞：
  • 流式细胞术分析BALF中中性粒细胞、巨噬细胞比例 。
  • Th17/Treg平衡（流式或qPCR）。
• 基因与蛋白：
  • RT-qPCR/WB检测TLR4、NF-κB、iNOS、HMGB1 。
  • miRNA调控（如miR-598靶向Ebf1）。