KLF5增强脂肪来源干细胞中CXCL12的转录,促进内皮祖细胞新生血管形成并加速糖尿病伤口愈合

KLF5 enhances CXCL12 transcription in adipose-derived stem cells to promote endothelial progenitor cells neovascularization and accelerate diabetic wound healing.

作者信息Yunjia Xie, Xuejun Ni, Xiaofen Wan, Nating Xu, Lu Chen, Chensheng Lin, Xi Zheng, Beichen Cai, Qian Lin, Ruonan Ke, Tao Huang, Xuefeng Hu, Biao Wang, Xiuying Shan
PMID40038579
发布时间2025-03-04
DOI10.1186/s11658-025-00702-0

实验完整度

高

包含体外细胞实验(ADSCs/EPCs共培养、敲低/过表达)、体内糖尿病小鼠伤口模型、临床样本(患者伤口组织)及分子机制验证(双荧光素酶报告基因),证据层级多样且功能与机制验证明确。

主要模型

人脂肪来源干细胞(hADSCs) 小鼠脂肪来源干细胞(ADSCs) 内皮祖细胞(EPCs) 糖尿病小鼠伤口模型

重点核对

高糖(HG, 30mM)处理hADSCs与低糖(LG, 5.5mM)对照 ADSCs中KLF5和CXCL12的敲低(shRNA)及对照(shNC) 糖尿病小鼠模型(STZ诱导,60mg/kg,5天)及伤口面积测量(0.6cm,21天) EPCs共培养条件(HG 24h,rCXCL12 125nM或1.25μg/mL,ADSCs 5×10^5/ml) 双荧光素酶报告基因实验验证KLF5与CXCL12启动子结合

摘要

背景:脂肪来源干细胞(ADSCs)已被证明通过促进新生血管形成来加速糖尿病伤口愈合,但其潜在机制尚未完全阐明。本研究旨在探讨ADSCs是否通过影响内皮祖细胞(EPCs)的功能来增强糖尿病伤口愈合。方法:从患者脂肪组织中分离人脂肪来源干细胞(hADSCs),并在正常和高糖(HG)条件下培养。RNA测序分析基因表达,免疫荧光在患者伤口组织中验证结果。来自C57BL/6小鼠的小鼠脂肪来源干细胞(ADSCs)在体外评估其对HG条件下EPCs的影响,采用EdU、Transwell和管形成实验。使用糖尿病小鼠伤口模型通过数字成像、组织学和免疫荧光评估ADSCs的治疗效果。通过JASPAR数据库鉴定的Krüppel样因子5(KLF5)通过免疫组织化学和免疫荧光得到确认。通过酶联免疫吸附测定(ELISA)、蛋白质印迹和定量逆转录聚合酶链反应(RT-qPCR)测量KLF5和C-X-C基序趋化因子12(CXCL12)的表达水平,并通过双荧光素酶实验验证其关系。结果:我们基于与新生血管形成相关的差异表达基因(DEGs)构建了包含75个基因的新生血管形成相关标签(NRS)。GO和KEGG分析显示NRS主要涉及血管发育和受体-配体活性。鉴定并验证了七个中心基因(CD34、CXCL12、FGF7、FGF18、FGF1、TEK、KIT)。在糖尿病小鼠模型中,ADSCs中CXCL12敲低降低了其促进伤口愈合和新生血管形成的能力。与正常组织相比,KLF5在糖尿病溃疡患者和糖尿病小鼠伤口组织中的表达较低,而ADSCs治疗显著增加了糖尿病小鼠伤口中KLF5的表达。双荧光素酶报告实验证实KLF5是CXCL12的上游转录因子。此外,在ADSCs中敲低KLF5损害了其对糖尿病伤口愈合的治疗效果。在体外,在ADSCs中KLF5沉默后,添加外源性CXCL12重组蛋白恢复了HG环境中EPCs的增殖、迁移和血管生成能力。结论:我们的发现强调了KLF5在ADSCs中增强CXCL12转录、从而促进EPC介导的新生血管形成和改善糖尿病伤口愈合中的关键作用。此外,KLF5成为加速糖尿病伤口组织修复的有前景的治疗靶点。

实验结论

提炼研究问题、关键发现与证据,快速把握文章的核心贡献。

研究问题
ADSCs是否通过调控EPCs功能促进糖尿病伤口新生血管形成,其潜在分子机制是什么?
核心机制
KLF5作为转录因子直接结合CXCL12启动子并增强其转录,进而促进CXCL12分泌,通过激活EPCs增殖、迁移和血管生成能力来改善糖尿病伤口愈合。
主要证据
基于hADSCs高糖处理RNA-seq及生信分析鉴定CXCL12为关键基因;体外敲低实验证实CXCL12介导ADSCs对EPCs功能的影响;双荧光素酶报告实验证实KLF5直接调控CXCL12;体内糖尿病小鼠模型显示KLF5/CXCL12敲低减弱ADSCs疗效,补充rCXCL12可恢复EPCs功能。
研究意义
揭示KLF5/CXCL12信号轴在ADSC介导的糖尿病伤口愈合中的关键作用,为靶向KLF5的治疗策略提供理论依据,可能促进新型小分子治疗的发展。

研究路径

按研究推进顺序梳理实验设计、验证步骤与关键观察。

1

生物信息学分析与NRS构建

识别ADSCs在高糖处理下与新生血管形成相关的关键基因和信号通路。

对hADSCs进行RNA-seq(HG vs LG),通过差异表达基因(DEGs)与新生血管相关基因取交集构建NRS,进行GO/KEGG富集和PPI网络分析,鉴定hub基因。

2

ADSCs的分离与鉴定

获取并验证用于后续实验的ADSCs。

从人脂肪组织和C57BL/6小鼠腹股沟脂肪分离ADSCs,通过流式细胞术检测表面标记物(CD29、CD90阳性;CD34、CD45阴性),并通过三系分化染色(油红O、茜素红、阿利新蓝)验证多能性。

3

CXCL12敲低验证及体外功能研究

验证CXCL12在ADSCs中介导对EPCs功能的影响。

用慢病毒shRNA转染ADSCs敲低CXCL12,通过RT-qPCR、Western blot、ELISA验证敲低效率。将HG处理的EPCs与shNC/si-CXCL12 ADSCs共培养,检测EPCs增殖(EdU)、迁移(Transwell)和成管能力,并加入rCXCL12进行回补。

4

KLF5作为CXCL12上游转录因子的验证

验证KLF5是否直接调控CXCL12转录。

利用JASPAR数据库预测CXCL12启动子上的KLF5结合位点,通过双荧光素酶报告基因实验验证KLF5对CXCL12启动子的激活作用;在ADSCs中敲低KLF5,检测CXCL12表达变化。

5

体内糖尿病伤口模型评估ADSCs疗效及KLF5/CXCL12作用

在体内验证ADSCs通过KLF5/CXCL12轴促进伤口愈合和新生血管形成。

建立STZ诱导的糖尿病小鼠全层皮肤缺损模型,分别注射PBS、shNC ADSCs、sh-CXCL12 ADSCs、sh-KLF5 ADSCs、rCXCL12,定期拍照测量伤口面积,通过HE、Masson染色和CD31/α-SMA免疫荧光评估组织学改变。

研究方法

按研究目的归类文中使用的方法,便于定位所需技术。

产品清单

实验环节名称品牌货号
I型胶原酶Sigma-AldrichSCR103
间充质干细胞培养基CyagenMUXMD-90011
磷酸盐缓冲液Invitrogen10010023
TRIzol试剂Thermo Fisher Scientific15596026
NEBNext Ultra II RNA文库制备试剂盒(Illumina)New England Biolabs--
NovaSeq 6000测序平台Illumina--
EGM-2 BulletKit培养基LonzaCC-3162
重组CXCL12(rCXCL12)PeproTech250-20A
嘌呤霉素BeyotimeST551
DuoSet ELISA试剂盒R&D SystemsDY460
BCA蛋白定量试剂盒BeyotimeP0010
SDS-PAGE凝胶EpiZymePG113
PVDF膜Millipore--
无蛋白快速封闭液EpiZymePS108P
抗GAPDH抗体Proteintech10494-1-AP
抗CXCL12抗体Abcamab9797
抗KLF5抗体Abcamab137676
RNA Easy Fast组织/细胞试剂盒TIANGENDP451
HiScript II qRT SuperMix试剂盒Vazyme BiotechR223
SYBR Green PCR试剂盒Vazyme BiotechQ221
EdU细胞增殖检测试剂盒BeyotimeC0071
Matrigel基质胶Corning356230
链脲佐菌素(STZ)Sigma-AldrichS0130
Masson三色染色YuanyeR20379
抗CD31抗体R&D SystemsAF3628
抗α-SMA抗体Proteintech14395-1-AP
DAPIInvitrogen--
Lipofectamine 2000转染试剂Invitrogen11668019
双荧光素酶报告基因检测系统BeyotimeRG027
GloMax 96微孔板发光检测仪Promega--
抗CD29抗体BioLegend102215
抗CD34抗体BioLegend128611
抗CD45抗体BioLegend103121
抗CD90抗体BioLegend105315
茜素红染色试剂盒CyagenMUXMD-90021
油红O染色试剂盒CyagenMUXMD-90031
阿利新蓝染色试剂盒CyagenMUXMD-90041

关键环节

汇总复现实验时建议重点确认的条件及原文阅读提示。

环节核对要点
ADSCs分离与培养
脂肪组织来源,胶原酶消化条件(0.2%,45分钟,37°C),培养代数(P3-P6)
阅读提示:见Methods中的“Collection of human adipose-derived stem cells (hADSCs)”和“Isolation and identification of ADSCs”
RNA-seq及生信分析
HG和LG处理浓度(30mM和5.5mM),每组样本数(3),差异基因阈值(|log2FC|>0.585, adj.p<0.05)
阅读提示:见Methods中的“RNA extraction, RNA-sequencing, and data analysis”及“Identification of NRS and functional analysis”
细胞实验(EPCs功能)
EPCs来源(Procell),HG处理时间(24h),共培养条件(rCXCL12 125nM或1.25μg/mL,ADSCs 5×10^5/ml)
阅读提示:见Methods中的“Culture, treatment of EPCs, and transfection of ADSCs”及“Cell proliferation assay”、“Cell migration assay”、“Tube formation assay”
体内实验(糖尿病小鼠模型)
STZ剂量(60mg/kg,连续5天),血糖标准(>16.7 mmol/L),伤口大小(0.6cm),注射细胞数(1×10^6),rCXCL12剂量(25μg/kg)
阅读提示:见Methods中的“Diabetic wound model and wound healing assessment”
分子机制验证
KLF5结合位点预测(JASPAR),双荧光素酶报告实验转换条件(Lipofectamine 2000,24h)
阅读提示:见Methods中的“Luciferase reporter gene assay”及Results中的“KLF5 as an upstream transcription factor of CXCL12”