请问小鼠腹腔肥大细胞的分离提取方法？

用12ml无Ca2+Tyrode液冲洗腹腔，轻揉3min后，提取腹腔冲洗液，离心并弃去上清液，0.75ml无Ca2+Tyrode液重悬细胞后，并与3.5ml的1.110g/ml的percoll液混合，经130g，15min离心后，弃去最上面的2.5ml的悬液，所得的细胞即为肥大细胞。

以下是一种常用的小鼠腹腔肥大细胞的分离提取方法：

材料和试剂：

小鼠（建议使用BALB/c小鼠）

PBS（含有1% BSA和0.1% EDTA）

DMEM/F12培养基

1% 溶血液（含有10 mM KCl，0.1 mM KH2PO4，1.5 mM MgCl2和10 mM Tris-HCl，pH 7.5）

0.25% 胰蛋白酶（含有2 mM EDTA）

5% CO2孵育箱

步骤：

使用无菌工具，将小鼠处死，用70%乙醇消毒小鼠腹部皮肤表面。

用无菌器具将腹腔部位暴露并消毒，用无菌注射器将PBS缓冲液注入腹腔，缓慢注入以避免损伤内脏。

用无菌剪刀和镊子将腹腔剖开，将腹腔肥大组织取出并置于含有PBS的培养皿中，用剪刀切成小块。

将组织块转移到一个50 mL离心管中，加入10 mL的1% 溶血液和轻轻摇动管子。

将组织悬浮液放入37°C的水浴中，孵育15分钟使红细胞溶解。

离心10分钟（800×g，4°C），倒掉上清液。

加入5 mL DMEM/F12培养基，用200 μL的移液器吸取混合液，加入1 mL 0.25%胰蛋白酶中，孵育10分钟，轻轻摇动混合液，使细胞分散。

加入10 mL DMEM/F12培养基，用过滤网过滤细胞悬浮液以去除残留的组织碎片。

离心10分钟（800×g，4°C），倒掉上清液。

加入10 mL DMEM/F12培养基，将混合液转移至含有10% 胎牛血清的培养皿中，培养4-6小时，使腹腔肥大细胞附着于培养皿底部，去除培养皿中的非附着细胞和培养基，加入新的DMEM/F12培养基和10% 胎牛血清，继续培养，通常在37℃，5% CO2的条件下进行。每2-3天更换一次培养基，直至细胞生长至足够密集。在培养细胞时，应注意细胞的状态、密度和生长速度，避免细胞超过对数生长期和细胞寿命的极限。

可以采用Percoll梯度分离法对小鼠腹腔肥大细胞进行分离