PAS染色液（糖原染色液）/ PAS Staining So

PAS染色液（糖原染色液）/ PAS Staining Solution
试剂组分 
 
Compositions
200mL 400mL Storage
试剂（A）过溶液 50mL 100mL 4 ℃ 避光
试剂（B）Schiff Reagent 50mL 100mL 4 ℃ 避光
试剂（C）苏木素染色液 50mL 100mL RT 避光
试剂（D）酸性乙醇分化液 50mL 100mL RT
Manual 1份 1份 /
 
【注】有效期12个月


自备材料 

1、 10%福尔马林固定液
2、蒸馏水
3、乙醇


产品简介 
糖原染色是病理学中常规的染色方法之一，McManus 在 1946 年最先使用高雪夫技术显示黏蛋白，该 法常用来显示糖原和其他多糖，该染色液不仅能够显示糖原，还能显示中性黏液性物质和某些酸性物质，以及 软骨、垂体、霉菌、真菌、色素、淀粉样物质、基底膜等。


过（又称高）是一种强氧化剂，它能氧化糖类及有关物质中的 1，2-乙二醇基，使之变为二醛， 醛与 Schiff 试剂能结合成一种品红化合物，产生紫红色。由于高还可氧化细胞内其他物质，使用时应注意 选择好高浓度和氧化时间，使氧化控制在即能把乙二醇基氧化成醛基，又不至于过氧化，这是很关键的步 骤。


本糖原 PAS 染色液的特点： 采用 特有配方技术，大大增强了染色效果；性能稳定，特异性强；操 作简捷，仅需 1h 左右。


使用参考 


操作步骤（仅供参考）：

1、常规固定，常采用 10%的福尔马林，常规脱水包埋。
2、石蜡切片脱蜡入蒸馏水；冰冻切片直接入蒸馏水。
3、自来水冲洗 2～3min，再用蒸馏水浸洗 2 次。
4、置于过溶液中，室温放置 5～8min，一般不宜超过 10min。
5、自来水冲洗 1 次，再用蒸馏水浸洗 2 次。
6、样本放入 Schiff Reagent，置于室温阴暗处，浸染 10～20min。
7、自来水冲洗 10min。
8、样本置于苏木素染色液中，染细胞核 1～2min。
9、酸性乙醇分化液分化 2～5s。
10、自来水冲洗 10～15min 后，更换双蒸水清洗，使其返蓝。
11、逐级常规乙醇脱水。 二甲苯透明，中性树胶封固。


使用结果 

PAS 反应阳性物质>>红色或紫红色
细胞核>>蓝色
细胞质>>深浅不一的红色

备注：颜色深浅很大程度上取决于样品在过溶液和 Schiff Reagent 中作用时间的长短。


阴性对照(可选)：

1、对照切片可以用唾液，取唾液片（过滤后用）处理 30～60min 后，与其他切片共同入过溶液。 结果应 为阴性。
2、对照片可以淀粉酶，取淀粉酶 1g 于双蒸水或 PBS(pH5.3) 100ml，处理 30～60min 后，与其他切片共同入过 溶液。结果应为阴性。
3、如果对照片采用其自身样本，对照片不经过溶液这一步，直接入 Schiff Reagent。染色结果：对照片呈 阴性反应，无紫红色颗粒。

注意事项 

1、 切片脱蜡应尽量干净，否则影响染色效果。
2、 过氧化时间不宜过久，氧化时的温度以 18～22℃最佳。
3、 过溶液和 Schiff Reagent 应置于 4℃密闭保存，使用时避免接触过多的阳光和空气。使用前，最好 提前 30min 取出恢复到在室温后，避光暗处使用。
4、 酸性乙醇分化液应经常更换新液，其分化时间应该依据切片厚薄、组织的类别和酸性乙醇分化液的新旧而 定，另外分化后自来水冲洗时间应该足够。
5、 在过溶液和 Schiff Reagent 中作用时间非常重要，该依据切片厚薄、组织的类别等决定。
6、 本染色液常用于常规组织切片染色，对于真菌、细胞、极其薄的切片，建议采购糖原 PAS 染色试剂盒（细 胞真菌专用）， 因为其过溶液和苏木素溶液浓度更低，不宜过染。
7、 冷冻切片染色时间尽量要短。
8、为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。