DTT 二硫苏糖醇

特别提示：包括DTT 二硫苏糖醇在内，本公司的所有产品仅可用于科研实验，严禁用于临床医疗及其他非科研用途！

产品名称：DTT 二硫苏糖醇
英文名称：DTT
产品货号：SY0347
产品规格：10g

DTT即DL-Dithiothreitol，中文名称为二硫苏糖醇，也称作Cleland’s Reagent，是一种强效的还原剂，将-SH基保持在还原态，常用以还原蛋白和多肽中的二硫键，或更普遍用以防止蛋白半胱氨酸残基形成分子内和分子间的二硫键。DTT还具有抗氧化作用，对一些隐藏的二硫键（溶剂无法渗透发挥作用），DTT可借助变性条件下来还原二硫键，如高温或钠离子变性剂，如6 M盐酸胍，8 M尿素，或1% SDS。

与β-巯基乙醇相比，二者作用相似，但DTT 的刺激性和毒性都低于β-巯基乙醇，且粉末的稳定性也高于β-巯基乙醇。DTT的最佳工作pH范围为7.1-8.0，而在pH 6.5-9.0内都具有活性。蛋白巯基还原实验DTT的常用工作浓度是1-10 mM。

CAS NO. 3483-12-3
分子式 C4H10O2S2
分子量 154.2
纯度 ＞97%
溶解性：水中最大溶解度为50mg/ml，也溶于乙醇，氯*，乙酸乙*。
储存条件：4℃干燥
结构式：


注意事项
1）DTT粉末的稳定性很高，但是储存液/工作液必须现配现用，多余液体需丢弃。
2）此产品可能有毒，为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。

除了DTT 二硫苏糖醇,，我公司还供应以下相关产品：



名称：Bradford法蛋白定量试剂盒
货号：BTN80814
规格：100mL
Bradford法测定蛋白质浓度是最为常用的蛋白检测方法之一，在酸性条件下，考马斯亮蓝染料能与蛋白质结合形成复合物，其最大吸光值也由465nm转移到595nm，通过颜色的强弱测定蛋白质浓度的高低。本产品是基于Bradford法蛋白检测原理开发的产品。

产品特点：
1．快速，10-20个样品只需要10分钟即可完成测定。
2．稳定，加样混匀后2分钟既可测定，1小时内吸光度变化不超过10%。
3．线性范围在 50～1000μg/mL。
4．最小测量体积为1-20μL，最低测量蛋白量为0.5μg。
5．即开即用，不需要单独购买每个成分再配制。
6．有常规和微量两种检测模式。
7．不受绝大部分样品中的化学物质的影响。巯基乙醇的浓度可高达1M，二硫苏糖醇的浓度可高达5mM。
8．但受略高浓度的表面活性剂影响，各种蛋白质与染料的结合效率可能有差异。

试剂盒组成：

成分	规格
溶液A	100ml
BSA标准(2mg/mL)	1ml
滤纸	20张
说明书	1份

储存条件：常温运输和保存，BSA 标准-20℃保存，有效期一年。

使用方法：

一、常规检测流程：
此方法在蛋白浓度30-1000μg/mL范围内呈现R2 = 0.996的直线线性回归，可精确定量蛋白浓度在此范围内的蛋白样品。
1．制备 1×工作液。溶液A与无菌水按1：4 比例充分混合即为1×工作液(例：4mL溶液A+ 16mL 无菌水 = 20mL 1×工作液)。
2．滤纸过滤。过滤后的工作液室温条件下可稳定使用1-2 星期。
3．检测：蛋白样品与1×工作液按1：50 比例混合(例：100μl蛋白样品 + 5mL 1×工作液，适用于3mL的比色杯；40μl蛋白样品 + 2mL 1×工作液，适用于1mL的比色杯；20μl蛋白样品 + 1mL 1×工作液，适用于平底透明96孔板)。
4．加样后，充分混匀。
5．室温放置5分钟。
6．检测吸光度。波长设定 = 595nm。
注意事项：
1．不同型号、规格的滤纸，具有不同的孔径，导致可通过的分子各不相同。请使用本公司指定提供的滤纸，否则会导致不同的测定结果。
2．检测样品之前，应首先制备蛋白标准曲线。一般可使用BSA。
a)常规检测：建议使用下述浓度的BSA。
 0μg/mL、31.25μg/mL、62.5μg/mL、125μg/mL、250μg/mL、500μg/mL、750μg/mL、1000μg/mL
b)微量检测：建议使用下述浓度的BSA。
 0μg/mL、2.5μg/mL、5μg/mL、7.5μg/mL、10μg/mL、20μg/mL。
3．检测细胞提取物或纯化蛋白样品，应使用相应的缓冲液制备蛋白标准曲线。
4．用 96孔板测定时，应确保没有气泡，否则会绝对增加吸光度的读数。
5．此检测试剂不受绝大部分样品中的化学物质的影响。巯基乙醇的浓度可高达1M，二硫苏糖醇的浓度可高达5mM。但受略高浓度的表面活性剂影响。若SDS高于0.1%，TritonX-100高于0.1%，Tween20，60，80高于0.06%，可取少量样品加水稀释到适当浓度，再行测定。

二、微量检测流程：
此方法在蛋白浓度1～20μg/mL范围内呈现R2=0.992的直线线性回归，可精确定量蛋白浓度在此范围内的蛋白样品。
1．蛋白样品与溶液A按4:1比例混合，例：

蛋白样品	溶液A	适用性
400μL	100μL	平底透明96孔板
2mL	0.5mL	1mL的比色杯
4mL	1mL	3mL的比色杯

2．加样后，充分混匀。
3．室温放置5分钟。
4．检测吸光度。波长设定= 595nm。
注意事项：
1．Bradford蛋白浓度测定的显色反应受许多去污剂的影响。应避免使用SDS，Triton X-100，Tween等溶解蛋白样品。对于难溶解的蛋白样品，可用1MNaOH 溶解和稀释。
2．Bradford蛋白浓度测定的显色反应依赖于蛋白中精氨酸残基的数目，因此不同蛋白间测定的差异可能较大。
3．标准品曲线配制时，如果吸量不准确或者加样枪不精确会造成标准曲线相关系数减小，可根据需要使用倍比梯度稀释的方法来配制，或者使用精确度高的加样枪。
4．由于Bradford法在蛋白浓度增高到一定时候，颜色反应并不成比例增加，因此得到的标准曲线只是在一定范围内可以近似看成直线，每次应按照实际测得的标准曲线计算出相对精确的蛋白浓度。
5．不像其它一些蛋白浓度测定方法(包括Lowry法)，Bradford法测定蛋白浓度不受绝大部分样品中的化学物质的影响。样品中巯基乙醇的浓度可高达1M，二流苏糖醇的浓度可高达5mM。但受略高浓度的去垢剂影响。需确保SDS低于0.125%，Triton X-100低于0.125%，Tween 20低于0.06%，可以考虑用超纯水稀释，透析/除盐，ACETONE/TCA沉淀蛋白后重溶于超纯水等方法来消除干扰物质的影响。