检测CKIP-1在OSCC组织和细胞系中的表达
明确CKIP-1在OSCC中的表达水平。
利用TCGA和GEO数据库分析HNSCC和OSCC中CKIP-1的表达，并通过免疫组化和Western blotting检测116例OSCC组织样本（48例配对癌旁）和32例正常口腔黏膜组织及OSCC细胞系（SCC25、CAL27、HSC2、SCC9）中CKIP-1的表达。
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CKIP-1沉默通过线粒体稳态相关的TFAM/cGAS-STING信号轴抑制口腔鳞状细胞癌
CKIP-1 silencing suppresses OSCC via mitochondrial homeostasis-associated TFAM/cGAS-STING signalling axis.
实验完整度
高包含体外细胞系功能实验（增殖、迁移、凋亡）、体内CDX模型、转录组测序及机制回复实验（TMP处理）等多层级证据。
主要模型
口腔鳞状细胞癌细胞系SCC25和CAL27 BALB/c裸鼠皮下异种移植瘤模型 OSCC患者肿瘤组织样本
重点核对
CKIP-1在OSCC组织和细胞系中的高表达 siRNA和shRNA介导的CKIP-1敲低效率 TMP处理浓度（10μM）和时间（24h或72h） 体内实验中BALB/c裸鼠的周龄和样本量（5周龄，n=5/组）
摘要
有限的治疗靶点一直困扰着口腔鳞状细胞癌的治疗。酪蛋白激酶2相互作用蛋白1是一种支架蛋白，参与多种疾病。然而，CKIP-1在口腔鳞状细胞癌中的作用仍不清楚。本研究旨在探讨CKIP-1在口腔鳞状细胞癌中的调控作用及相关机制。首先，我们发现在口腔鳞状细胞癌组织和细胞系中CKIP-1高表达。一系列功能获得和功能丧失实验表明，当CKIP-1被沉默时，口腔鳞状细胞癌细胞的恶性行为受到抑制，凋亡增强。同时，CKIP-1沉默组的肿瘤生长受到抑制。此外，在CKIP-1沉默组中观察到线粒体转录因子A下调、ROS产生增加、线粒体膜电位降低以及cGAS-STING激活。通过抑制TFAM降解的川芎嗪，最终证明了线粒体稳态相关的TFAM/cGAS-STING轴参与CKIP-1沉默的口腔鳞状细胞癌细胞。总之，我们的研究表明，CKIP-1沉默可通过TFAM/cGAS-STING轴显著拮抗口腔鳞状细胞癌，这可能为口腔鳞状细胞癌的治疗提供候选靶点。
实验结论
提炼研究问题、关键发现与证据，快速把握文章的核心贡献。
- 研究问题
- CKIP-1在口腔鳞状细胞癌中的表达及其调控作用和相关机制是什么？
- 核心机制
- CKIP-1沉默通过下调TFAM，导致线粒体功能障碍（ROS增加、线粒体膜电位降低），进而激活cGAS-STING信号轴，从而抑制OSCC进展。
- 主要证据
- 体外实验显示CKIP-1沉默抑制增殖、迁移、侵袭并促进凋亡；体内CDX模型显示肿瘤生长和肝转移减少；TMP抑制TFAM降解后逆转上述效应，同时ROS和膜电位变化及cGAS-STING激活被抑制。
- 研究意义
- 研究为OSCC治疗提供了新的潜在靶点，即CKIP-1/TFAM/cGAS-STING轴。
研究路径
按研究推进顺序梳理实验设计、验证步骤与关键观察。
体外功能验证CKIP-1对OSCC细胞恶性行为的影响
探究CKIP-1表达改变对OSCC细胞增殖、迁移、侵袭和凋亡的影响。
通过siRNA和质粒过表达构建CKIP-1敲低和过表达细胞系，采用集落形成、EdU、CCK-8、划痕、Transwell迁移和侵袭实验评估增殖、迁移和侵袭能力，通过流式细胞术、PI染色和TUNEL染色检测凋亡，Western blotting检测凋亡相关蛋白（Bax、Bcl2、cleaved-Caspase 3）和EMT标志物（E-cadherin、Vimentin）。
体内验证CKIP-1沉默对肿瘤生长的影响
验证CKIP-1沉默在体内的抗肿瘤作用。
将sh-NC和sh-CKIP-1的CAL27细胞皮下注射到BALB/c裸鼠，测量肿瘤体积和重量，并通过免疫荧光检测Ki67、E-cadherin、Vimentin和TUNEL染色评估增殖、EMT和凋亡，同时观察肝转移情况。
转录组测序揭示机制
探索CKIP-1沉默抑制OSCC的潜在机制。
对CKIP-1沉默和对照CAL27细胞进行mRNA测序，进行GO和KEGG富集分析，发现差异表达基因富集于线粒体，并筛选出TFAM为关键下游分子。
机制验证：TFAM/cGAS-STING轴
验证CKIP-1沉默是否通过TFAM/cGAS-STING轴发挥作用。
检测CKIP-1沉默细胞中TFAM表达、ROS水平、线粒体膜电位以及cGAS-STING通路蛋白（cGAS、STING）的表达；使用TMP抑制TFAM降解，观察这些指标的逆转以及功能表型的恢复。
研究方法
按研究目的归类文中使用的方法，便于定位所需技术。
产品清单
关键环节
汇总复现实验时建议重点确认的条件及原文阅读提示。
| 环节 | 核对要点 |
|---|---|
| 细胞培养 | OSCC细胞系（SCC25、CAL27）培养在含10% FBS和1%青霉素-链霉素的DMEM（高糖）或DMEM:F12中，HOIEC培养在KGM中。 阅读提示：参见Methods 2.2 Cell culture |
| 细胞转染 | siRNA转染浓度（50 nM），转染试剂GP-transfect-Mate；慢病毒构建稳定敲低使用5 ng/mL polybrene和2 μg/mL嘌呤霉素筛选7天。 阅读提示：参见Methods 2.7 Cell transfection |
| 增殖检测 | CCK-8实验中每孔接种2×10^3细胞，加入10 μL CCK-8试剂孵育1小时；EdU实验每孔接种1×10^4细胞，EdU孵育2小时。 阅读提示：参见Methods 2.10 EdU assay 和 2.11 CCK-8 assay |
| 迁移和侵袭检测 | 迁移和侵袭实验使用Transwell小室，侵袭实验需包被Matrigel，细胞接种后迁移/侵袭24小时。 阅读提示：参见Methods 2.14 Migration and invasion assay |
| 凋亡检测 | 流式细胞术检测凋亡时使用Annexin V-APC/PI或Annexin V-PE/7ADD试剂盒，细胞转染后48小时收集。 阅读提示：参见Methods 2.5 Flow cytometry |
| 体内实验 | 使用5周龄雌性BALB/c裸鼠，皮下接种2×10^6 CAL27细胞（每组5只），肿瘤体积每周测量，第28天处死。 阅读提示：参见Methods 2.19 Cell-derived xenograft tumour model |
| 机制验证 | TMP处理浓度（10 μM）和时间（24小时或72小时），用于抑制TFAM降解。 阅读提示：参见Methods 2.21 Chemical drugs 和 2.17/2.18 |