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瓦兰生物
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皮肤损伤模型:
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1只
实验流程:
1、前期沟通:接收客户方案并审核可行性;
2、实验步骤:动物麻醉-皮肤切除损伤手术造模--缝合伤口-补充生理盐水并动物-保温
3、实验结果:实验报告
实验前1周实验室喂养,实验当天禁食, 3%wu巴bi妥钠,30mg腹腔内注射麻醉,以8%liu化钠在实验鼠背部净毛.面
积9cmx!8cm,然后用特制致伤器(打孔器)在背中部脊柱两侧旁开1. 5cm,共切割4个圆形溃疡,直径1. 8cm.面积2.54
cm深至皮下,止血后备用。用病理学组织检测,分析统计数值。
实验动物的抓取固定方法
1. 小白鼠 小白鼠较温和,一般不会咬人,不需要戴手套捕捉,先用右手抓住鼠尾提起,置于鼠笼或实验台上,用左手的拇指、食指和中指抓住小鼠两耳后项背部皮毛,以无名指及小指夹住鼠尾即可。
2. 大白鼠 大白鼠牙齿锋利,捕捉时要提防被咬伤。从笼内抓取周龄较小的大白鼠时,需抓住大白鼠尾巴的根部,不要让大白鼠悬在空中的时间过长,否则易激怒大白鼠并易致尾部皮肤脱落,抓取大的时,用左手从背部中央到胸部捏住,但用力不宜过大,最好戴防护手套,但手套不宜过厚。
如若是灌胃、腹腔注射、肌肉或皮下注射,可采用抓取小鼠的手法,调整好大鼠在手中的姿势后即可操作。
如须进行尾静脉取血或注射时,可按小白鼠尾静脉注射法将大鼠固定于固定器内或置于倒扣的烧杯中,将鼠尾留在外面进行操作。
3. 家兔 家兔易于驯服,一般不会咬人,但脚爪较锐利。抓取时切记忌强抓兔的耳朵、腰部或四肢。当兔在笼内安静下来时,打开笼门,用右手抓住颈部的被毛和皮肤,轻轻把动物提起,把兔拉至笼门口,头朝外,然后迅速用左手托起兔的臀部,给家兔以舒适安全感。按实验要求,可采取用手、兔台或兔盒固定。
(1)用手固定:如须经口给药时,则应坐在椅上用一只手抓住兔颈背皮肤,另一只手抓住两后肢挟在大腿之间。大腿挟住兔的下半身,用空着的手抓住两前肢将兔固定。抓住颈背部的手,同时捏着两个耳朵,不让其头部活动,即可操作。
(2)兔台固定:如需进行颈、胸、腹部手术或需要观察呼吸、血压时应在麻醉后绑好四肢(后肢应系在踝关节以上,前肢应系在腕关节以上),然后使其仰卧位固定在兔台上。
(3)兔盒固定:如仅须做耳缘静脉注射或取血,可使用兔盒固定。
4. 狗 实验第一个步骤就是封好狗嘴,要提防被咬。对于驯服的狗,可以从侧面靠近轻轻抚摸其项背部皮毛,然后用固定带迅速绑住其嘴,在上颌打一个结,再绕回下颌打第二个结,然后引至后颈项部打第三个结。对于未经驯服的狗,可使用狗头钳夹住其颈部,将狗按倒在地,再绑其嘴或静脉麻醉后再移去狗头钳。最后把狗放在实验台上,先固定头部,再固定四肢(与家兔固定法相同)。
做慢性实验时,实验者若每日亲自喂饲,逐渐驯服,在实验时可达到充分合作的目的。对于一些无刺激、无疼痛的实验,狗也会服从、配合。
5. 蛙类 在捉拿蟾蜍时勿碰压耳侧的毒腺,提防毒液射入眼中。用左手将蛙握住,以中指、无名指和小指压住其左腹侧和后肢,拇指和食指分别压住右、左前肢,右手进行操作。也可用固定钉将蛙固定在蛙板上。
仅供科研用途,不可用于临床诊断!
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文献和实验大鼠麻醉后,背部脱毛,于 T9-T11 胸椎区域消毒,划约 2-3cm 纵行切口,咬除椎板,暴露硬脊膜,将大鼠固定于多功能鼠固定台,应用脊髓打击器撞击骨髓(打击高度 12mm,重量 10g)大鼠出现尾部痉挛性摆动,表明造模成功。造模后,对各组大鼠进行脊髓损伤的行为学评分,利用斜板实验评测动物脊髓损伤后神经功能恢复情况,分析在脊髓损伤不同时期的变化规律。
的毒副作用,如别嘌呤醇会导致体内脂质过氧化损伤,对肾脏、肝脏及皮肤黏膜都有较大的损害。因此,对高尿酸血症治疗新靶点和新药物的研究获得了广泛的关注,而建立稳定持续的高尿酸血症模型则是研究的重要前提。 图 1. 尿酸代谢途径[1] 尿酸是大多数动物体内嘌呤代谢的终产物,由黄嘌呤氧化酶(xanthine oxidase,XOD)将次黄嘌呤(hypoxanthine,HX)、黄嘌呤(xanthine)等尿酸前体物质氧化而成。人体内 80% 的尿酸是由体内氨基酸等其他小分子化合物合成尿酸或分解代谢而来;20
兔颈总动脉球囊损伤术后狭窄模型,可模拟经皮腔内冠状动脉血管成形术(PTCA)术后再狭窄的发生发展。高脂饲料加球囊损伤术:目前广泛应用于腹、髂主动脉粥样硬化及颈动脉狭窄模型的建立, 球囊损伤程度的大小成为影响造模成功的关键之一。 切开颈部,分离组织颈动脉血管,颈动脉插入球囊,球囊内注入空气,球囊扩张来回抽动3次,动物模型的成熟完善建立为展开动脉粥硬化、干细胞研究、转基因技术、内皮功能等多方面的研究提供了一个切实可行的方法。最后缝合皮肤,压力泵压力能够维持,表示造模成功,术后可以通过HE验证检测。
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