CAR T细胞在头对头比较中优于CAR NK细胞的CAR介导效应功能

CAR T cells outperform CAR NK cells in CAR-mediated effector functions in head-to-head comparison

作者信息Lukas Egli, Meike Kaulfuss, Juliane Mietz, Arianna Picozzi, Els Verhoeyen, Christian Münz, Obinna Chijioke
PMID38745250
发布时间2024-05-14
DOI10.1186/s40164-024-00522-6

实验完整度

包含体外功能实验(细胞毒性、IFN-γ产生)和体内异种移植模型(LCL淋巴瘤和NALM6白血病模型),并进行了机制相关表型分析,证据层级独立。

主要模型

健康供者PBMC来源的原代人T细胞和NK细胞 CD19+癌细胞系(721.221、NALM6、Raji、LCL) NSG小鼠异种移植淋巴瘤模型(LCL) NSG小鼠系统性白血病模型(NALM6)

重点核对

CAR构建体:第二代抗CD19 CAR(FMC63.28z) 效应细胞:健康供者PBMC来源的原代人T细胞和NK细胞 体外共培养:效应细胞与靶细胞比例(E:T)为5:1,时长4小时 体内模型:NSG小鼠皮下注射LCL肿瘤细胞(2×10^6)或静脉注射NALM6-Luc细胞(5×10^5) 体内给药:肿瘤接种后第3天(LCL)或第4天(NALM6)尾静脉注射效应细胞,并隔日腹腔注射IL-2(1×10^5 IU)

摘要

背景:CAR NK细胞作为工程化“现成”细胞免疫癌症治疗的载体引起了广泛关注。尽管如此,目前尚缺乏对携带已批准基准抗CD19 CAR构建体的CAR T细胞和CAR NK细胞抗癌活性的全面比较评估。在此,我们报告了CD19定向的人T细胞和NK细胞的直接头对头比较。方法:我们通过逆转录病毒转导相同的基准第二代抗CD19 CAR构建体FMC63.28z,从健康供者PBMC生成了CAR T和CAR NK细胞。我们研究了针对多种CD19+癌细胞系以及自体与异体环境下的体外IFN-γ分泌和直接细胞毒性。此外,我们使用异种移植淋巴瘤模型在自体与异体环境下以及白血病模型中评估了CAR T和CAR NK细胞的体内抗癌活性。结果:我们的主要发现是,与CAR T细胞相比,CAR NK细胞在体外的CAR介导IFN-γ产生能力大幅降低,CAR介导的细胞毒性也较低。与这些体外发现一致,我们报告了自体CAR T细胞在体内的抗癌活性优于异体CAR NK细胞。结论:在体外针对多种癌细胞系,CAR T细胞的CAR介导效应功能显著高于CAR NK细胞,且自体CAR T细胞在体外和体内均优于异体CAR NK细胞。CAR NK细胞可能受益于进一步的工程改造,以增强抗癌活性,最终实现有效的现成产品的承诺。

实验结论

提炼研究问题、关键发现与证据,快速把握文章的核心贡献。

研究问题
在头对头比较中,抗CD19 CAR T细胞与CAR NK细胞在体外和体内的CAR介导效应功能(IFN-γ产生、细胞毒性)及抗癌活性是否存在差异?
核心机制
CAR T细胞在CAR刺激后产生更高水平的IFN-γ和更强的CAR介导细胞毒性,这可能与其更强的CAR信号传导有关;而CAR NK细胞即使受到CAR刺激,IFN-γ产生能力也固有较低,导致其CAR介导效应功能较弱。
主要证据
体外多种CD19+癌细胞系(721.221、NALM6、Raji、LCL)共培养实验显示,CAR T细胞的CAR介导杀伤和IFN-γ产生显著高于CAR NK细胞;在体内LCL淋巴瘤模型中,自体CAR T细胞显著抑制肿瘤生长,而异体CAR NK细胞无效;在NALM6白血病模型中,高剂量CAR NK细胞才达到与低剂量CAR T细胞相当的肿瘤控制效果。
研究意义
该研究表明CAR NK细胞需要进一步增强其细胞毒性和IFN-γ产生能力,以发挥现成产品的潜力;同时提示自体CAR T细胞在抗癌活性上可能优于异体CAR NK细胞,为细胞疗法的选择提供了参考。

研究路径

按研究推进顺序梳理实验设计、验证步骤与关键观察。

1

CAR T和CAR NK细胞的生成与扩增

从健康供者PBMC中分离T和NK细胞,并通过逆转录病毒转导生成表达FMC63.28z CAR的效应细胞,用于后续功能比较。

通过Ficoll密度梯度离心和FACS分选获得T和NK细胞,用K562mbIL21饲养层细胞和IL-2扩增,转导后评估CAR表达。

2

表型分析

表征扩增后CAR T和CAR NK细胞的分化状态、活化标志物、耗竭标志物及转录因子表达,以了解扩增过程对细胞的影响。

通过流式细胞术检测CD4/CD8、分化标志物(CD45RA、CD62L)、活化标志物(HLA-DR、CD69、Ki-67)、耗竭标志物(CD39、Tim-3、PD-1)、转录因子(TOX、TCF-1)及杀伤效应分子(穿孔素、颗粒酶B)等。

3

体外功能性实验(急性刺激)

比较CAR T和CAR NK细胞在急性共培养条件下的CAR介导细胞毒性和IFN-γ产生。

将效应细胞与CD19+靶细胞(721.221、NALM6、Raji、LCL)共培养4小时,通过流式细胞术检测靶细胞杀伤(PKH26标记+TO-PRO-3染色),ELISA检测IFN-γ分泌。同时使用自体CAR T细胞和异体CAR NK细胞与LCL共培养模拟临床场景。

4

体外功能性实验(慢性/重复刺激)

评估重复或长期CAR刺激后CAR T和CAR NK细胞的效应功能变化,模拟慢性抗原暴露。

进行单次再刺激(24小时共培养后重新刺激)和一周重复刺激(每2-3天添加靶细胞和IL-2)实验,检测细胞毒性、IFN-γ产生,并评估耗竭表型。

5

体内抗癌活性评估

在体内模型中比较自体CAR T细胞和异体CAR NK细胞的肿瘤控制能力。

使用NSG小鼠建立LCL皮下异种移植模型和NALM6系统性白血病模型,肿瘤接种后3或4天过继转移效应细胞,监测肿瘤生长、小鼠生存、效应细胞持久性和肿瘤浸润,分析肿瘤微环境中免疫细胞组成。

研究方法

按研究目的归类文中使用的方法,便于定位所需技术。

产品清单

实验环节名称品牌货号
Ficoll Paque PlusGE Healthcare17-5442-03
RPMI1640培养基Gibco52400-041
DMEM培养基Gibco41966-052
胎牛血清MerckS0615
青霉素/链霉素Gibco15140-122
L-谷氨酰胺Gibco25030-164
重组人IL-2PeproTech200-02
CD3/CD28磁珠Gibco11131D
聚乙烯亚胺----
聚凝胺EMD MilliporeTR-1003-G
Cas9蛋白(化脓性链球菌)IDT1081058
P3原代细胞4D-Nucleofector™ X试剂盒LLonzaV4XP-3012
Zombie Aqua™染料Biolegend423101
Zombie NIR染料Biolegend423105
TO-PRO™-3碘化物InvitrogenT3605
PE标记的重组人CD19Acro BiosystemsCD9-HP2H3
PKH26红色荧光细胞连接剂SigmaMINI26-1KT
人IFN-γ DuoSet ELISA试剂盒R&DDY285B-05
佛波醇12-豆蔻酸酯13-乙酸酯SigmaP1585
离子霉素Biolegend420701
ELISA读板仪(infinite M200Pro)Tecan--
康宁®Matrigel®生长因子减少(GFR)基底膜基质Corning354230
VivoGlo™荧光素PromegaP1043
IV型胶原酶Roche11088866001
脱氧核糖核酸酶IRoche4716728001
BD LSRFortessa™流式细胞仪BD--
Cytek Aurora流式细胞仪Cytek--
FACSAria III细胞分选仪BD--
IVIS Lumina成像系统PerkinElmer--
MycoSPY Master MixBiontexM020-050

关键环节

汇总复现实验时建议重点确认的条件及原文阅读提示。

环节核对要点
CAR T和CAR NK细胞的生成与扩增
健康供者PBMC来源的T和NK细胞,使用K562mbIL21饲养层细胞(130 Gy照射)和IL-2(100 IU/ml)扩增3-4周;CAR构建体MSGV FMC63.28z;逆转录病毒转导(spinfection 1.5h, 1500xg, 32°C,0.8 µg/ml polybrene)
阅读提示:Methods: Primary cells and cell lines; Retroviral transduction
体外功能性实验(急性刺激)
效应细胞与靶细胞比例(E:T)5:1,共培养4小时;靶细胞包括721.221、NALM6、Raji和LCL;IFN-γ通过ELISA检测
阅读提示:Methods: Functional in vitro assays; Figure 4 legend
体外功能性实验(慢性/重复刺激)
单次再刺激:共培养24小时(E:T=5:1)后重新刺激;重复刺激:1×10^5效应细胞与2×10^4靶细胞共培养,每周添加2×10^4靶细胞和100 IU/ml IL-2;最终杀伤检测:4小时共培养,无IL-2
阅读提示:Methods: Functional in vitro assays; Figure 5-6 legends
体内抗癌活性评估
NSG小鼠;LCL模型:皮下注射2×10^6 LCL(与Matrigel混合),第3天尾静脉注射4×10^6或10×10^6效应细胞;NALM6模型:静脉注射5×10^5 NALM6-Luc,第4天尾静脉注射2×10^6(T)或10×10^6(NK)效应细胞;IL-2支持:隔日腹腔注射1×10^5 IU
阅读提示:Methods: In vivo experiments; Figure 7-8 legend; Figure S10