JDF通过抑制CSF-1/PI3K/AKT信号通路促进M2巨噬细胞凋亡并降低肝癌细胞的 epithelial-间质转化和迁移

JDF promotes the apoptosis of M2 macrophages and reduces epithelial-mesenchymal transition and migration of liver cancer cells by inhibiting CSF-1/PI3K/AKT signaling pathway.

作者信息Xiaolin Liu, Zongyao Wang, Xiang Lv, Zhihui Tao, Liubing Lin, Shasha Zhao, Kehui Zhang, Yong Li
PMID39170340
期刊Heliyon
发布时间2024-08
DOI10.1016/j.heliyon.2024.e34968

实验完整度

包含大鼠原位移植瘤模型、细胞共培养、基因敲低、通路激动剂等,涵盖体内外模型及功能与机制验证。

主要模型

大鼠肝癌原位移植瘤模型 THP-1来源M2巨噬细胞 MHCC-97H肝癌细胞

重点核对

JDF给药剂量:12.74、38.22、63.70 g/kg/day(大鼠体内实验) JDF处理浓度:3 mg/mL(细胞实验,IC50) M2巨噬细胞诱导:PMA 320 nM 6 h,IL-4 20 ng/mL 18 h CSF-1敲低:shRNA慢病毒感染THP-1细胞(MOI 30) 细胞迁移检测:划痕实验和Transwell实验

摘要

背景:癌细胞与肿瘤微环境之间的相互作用在肝癌中至关重要。解毒颗粒方(JDF)已被证明可降低肝癌切除术后复发和转移的风险。研究JDF治疗作用的机制可以扩展其应用领域并开发新的治疗方法。方法:我们建立大鼠肝癌原位移植瘤模型,并记录了JDF辅助治疗对肝癌复发和转移的预后影响。分别采集肝脏和肺组织进行免疫荧光染色和H&E染色。此外,用PMA和IL-4孵育THP-1细胞以诱导其分化为M2巨噬细胞。使用慢病毒敲低CSF-1表达以确定CSF-1的功能。将肝癌细胞与条件培养基(CM)共培养或与巨噬细胞共培养。使用MTT法测定细胞活力。使用ELISA、Western blotting和qPCR检测CSF-1、CSF-1R、E-cadherin、N-cadherin、PI3K、AKT和cleaved caspase-3的水平。使用细胞划痕和Transwell实验评估细胞迁移能力。使用流式细胞术评估细胞凋亡。结果:JDF治疗降低了术后肝癌转移的风险以及肝癌组织中CD206/CD68细胞的浸润。在细胞实验中,JDF显示出抑制M2巨噬细胞活性和下调CSF-1及CSF-1R表达的作用。JDF处理组上清液中CSF-1的浓度也较低。此外,发现M2-CM可促进癌细胞迁移和上皮-间质转化(EMT);然而,在JDF给药后这些作用被减弱。敲低M2巨噬细胞中内源性CSF-1导致癌细胞迁移和EMT受到类似抑制。此外,JDF处理抑制了PI3K/AKT通路的激活,从而促进M2巨噬细胞的凋亡。结论:JDF治疗降低了肝癌细胞的EMT和迁移能力,这可能归因于M2巨噬细胞浸润的抑制和CSF-1/PI3K/AKT信号通路的阻断。该机制可能对降低肝切除术后转移扩散的风险具有重要意义。

实验结论

提炼研究问题、关键发现与证据,快速把握文章的核心贡献。

研究问题
JDF如何通过调节M2巨噬细胞影响肝癌细胞的EMT和迁移能力,从而降低术后转移风险?
核心机制
JDF通过抑制M2巨噬细胞中CSF-1/CSF-1R表达,阻断CSF-1/PI3K/AKT信号通路,促进M2巨噬细胞凋亡,减少CSF-1分泌,进而抑制肝癌细胞的EMT和迁移。
主要证据
大鼠模型中JDF降低肺转移和M2巨噬细胞浸润;细胞实验中JDF或shCSF-1敲低抑制M2-CM诱导的MHCC-97H细胞迁移和EMT,且JDF抑制PI3K/AKT磷酸化并促进凋亡。
研究意义
研究为JDF在肝癌术后辅助治疗中的应用提供了新视角,可能有助于降低术后转移复发风险。

研究路径

按研究推进顺序梳理实验设计、验证步骤与关键观察。

1

建立大鼠肝癌术后模型并验证JDF疗效

评估JDF对肝癌切除术后复发和转移的影响。

用DMN诱导大鼠肝纤维化,再行原位移植Walker 256细胞建立肝癌模型,术后不同剂量JDF灌胃处理,观察转移情况,并检测M2巨噬细胞浸润。

2

JDF对M2巨噬细胞CSF-1/CSF-1R通路的影响

分析JDF是否影响M2巨噬细胞中CSF-1和CSF-1R的表达及分泌。

THP-1细胞经PMA和IL-4诱导分化为M2,用JDF处理,MTT检测细胞活力,Western blot检测CSF-1/CSF-1R蛋白,ELISA检测上清CSF-1浓度。

3

验证CSF-1在JDF抑制癌细胞迁移中的作用

确定CSF-1是否为JDF发挥抑制作用的关键介导因子。

构建CSF-1敲低的THP-1细胞并诱导M2分化,收集条件培养基处理MHCC-97H细胞,划痕和Transwell检测迁移;共培养实验检测迁移和EMT标志物。

4

JDF对M2巨噬细胞凋亡及PI3K/AKT通路的影响

探究JDF促进M2巨噬细胞凋亡的分子机制。

用JDF或/和CSF-1敲低处理M2,Western blot检测p-PI3K、p-AKT、cleaved caspase-3,流式检测凋亡,并用740Y-P激动剂验证通路特异性。

研究方法

按研究目的归类文中使用的方法,便于定位所需技术。

产品清单

实验环节名称品牌货号
RPMI 1640培养基Biological Industries01-100-1ACS
胎牛血清Biological IndustriesC04001-500
佛波酯(PMA)Sigma16561-29-8
重组人白细胞介素-4Abcamab155733
Lipofectamine 2000转染试剂Invitrogen11668019
MTT试剂盒SolarbioM1020
结晶紫BeyotimeC02121
RIPA裂解液BeyotimeP0013
BCA蛋白定量试剂盒BeyotimeP0010
硝酸纤维素膜Pall66485
脱脂奶粉Sangon BiotechA600669-0250
羊抗兔/鼠IgG二抗(HRP标记)AffinityS0001/S0002
GAPDH抗体AbwaysAB0037
TRIzol试剂Invitrogen15596026
HiScript III一步法逆转录预混液VazymeR333-01
ChamQ通用SYBR qPCR预混液Vazyme--
EDTA抗原修复液ServicebioG1206
过氧化氢溶液ANNJET3032
含山羊血清的BSA封闭液BeyotimeC0265
CD206抗体AffinityDF4149
CD68抗体AffinityDF7518
HRP标记二抗ServicebioG1223, GB22303
Triton X-100AmrescoX100
CSF-1R抗体AbcamAb233387
DAPI染色液ServicebioG1012
抗荧光淬灭封片剂ServicebioG1401
Annexin V-APC / 7AAD凋亡检测试剂盒ProcellP-CA-066
CO2培养箱Thermo371
显微镜OlympusCKX3-SLP
荧光显微镜ECHORVL-100-G
精密电子天平METTLER TOLEDOME104E
酶标仪Thermo1510
实时荧光定量PCR仪Analytic JenaqTOWER3G
FACSCanto II流式细胞仪BD Biosciences--
SPSS 20.0统计软件SPSS Inc--

关键环节

汇总复现实验时建议重点确认的条件及原文阅读提示。

环节核对要点
大鼠模型建立与给药
大鼠品系、周龄、数量;DMN给药剂量和频率;Walker 256细胞数量;JDF给药剂量和持续时间。
阅读提示:Methods 2.1
M2巨噬细胞诱导
THP-1细胞来源;PMA浓度和处理时间;IL-4浓度和处理时间。
阅读提示:Methods 2.3.1
JDF处理浓度
JDF溶液制备方法,是否使用冻干粉;细胞实验中的JDF浓度(3 mg/mL)。
阅读提示:Methods 2.4, Results 3.2
CSF-1敲低
shRNA序列、载体、转染方法、MOI值;敲低效率验证。
阅读提示:Methods 2.3.2
细胞迁移和共培养
MHCC-97H细胞来源和培养条件;细胞接种密度;条件培养基制备;处理时间。
阅读提示:Methods 2.6-2.8
PI3K/AKT通路和凋亡检测
抗体信息;处理条件(JDF浓度、时间);740Y-P浓度;凋亡检测试剂。
阅读提示:Methods 2.9-2.11