RocketCell™ NSC Growth Medium, AOF 无动物源神经干细胞生长培养基应用案例

利用 FPNE 方案从 iPSC 分化获得成熟神经元。 采用 VitroGel® NEURON 的 FPNE 分化方案，将诱导多能干细胞 （iPSC）分化为胆碱能神经元。首先使用 VitroGel® Organoid Recovery Solution 从 VitroGel® STEM 中回收FPNE 类器官，随后接种于 VitroGel® NEURON 水凝胶中，并使用 RocketCell™ NSC 无异种来源生长培养基进行 培养。培养 14 天后，采用间接免疫荧光染色检测磷酸化神经丝蛋白（Phosphorylated Neurofilament，RT97， 紫色）和胆碱乙酰转移酶（Choline Acetyltransferase，ChAT，绿色）的表达。

 

VitroGel® NEURON 水凝胶与 RocketCell™ NSC 无异种来源生长培养基支持神经干细胞（NSC）三维培养及神 经突生长。 将神经干细胞（ NSC）制备为单细胞悬液，并与 RocketCell ™ NSC 无异种来源生长培养基及VitroGel® NEURON 混合，建立三维培养体系，培养 6 天（A）。随后进行免疫荧光染色，检测 βIII- 微管 蛋白（βIII-tubulin ）的表达，以评估神经元成熟情况（ B）。

 

2D：案例1      

2D NSC维持培养（VitroPrime™ Spread-Attach 培养板，1:200包被）

图1. VitroGel® NEURON 2D薄层包被用于iPSC来源NSC的生长及其在VitroPrime™ Spread-Attach培养板上的融合度分析。

A. 将iPSC来源的NSC（CD34-eIPSC-NSC）以每孔50,000个细胞的密度接种于24孔VitroPrime™ Spread-Attach培养板中，培养板分别采用VitroGel® NEURON（1:200）或Geltrex®进行包被，培养6天。使用Incucyte® S3系统进行图像采集。

B. 通过随时间变化的细胞融合度（confluence）百分比对NSC的生长情况进行定量分析。每8小时采集一次图像，并以初始时间点（T = 0 + 4小时）为基准进行分析。

 

2D：案例2

2D NSC维持培养与表征（VitroPrime™ Spread-Attach培养板，1:200比例包被）

图2. 使用 RocketCell™ NSC Growth Medium, AOF 培养基传代培养后的NSC表征

将iPSC来源的NSC（CD34-eIPSC-NSC）以每孔50,000个细胞的密度接种于24孔VitroPrime™ Spread-Attach培养板中，培养板采用VitroGel® NEURON（1:200）进行包被。通过免疫荧光染色检测Nestin和Sox2的表达，其中Nestin阳性细胞（A，绿色）和Sox2阳性细胞（B，红色）均为NSC标志物。细胞核分别使用DAPI（A，蓝色）或Hoechst（B，蓝色）进行染色。

 

2D：案例3

2D NSC多巴胺能分化

 

 

3D：案例1

3D分化NSC球体的表征

图4. RocketCell™ NSC Growth Medium, AOF支持NSC球体扩增及后续分化

iPSC采用RocketCell™ 3D IPSC Growth Kit, AOF进行3D培养，并分化形成Floor Plate神经上皮球体（Floor Plate Neuro-Epithelial Spheroids）。使用VitroGel® Organoid Recovery Solution从水凝胶中回收球体后，采用RocketCell™ NSC Growth Medium, AOF进行3D培养。随后，使用RocketCell™ NSC-Neuron Differentiation Growth Medium将细胞进一步分化为神经元。

样品经固定和染色后，用于评估以下标志物的表达：
A. 微管相关蛋白2（MAP2，绿色）；
B. 神经丝-H（Neurofilament-H，红色）；
C. 突触素（Synaptophysin，紫色）。

细胞核采用Hoechst染料进行染色。

 

3D：案例2

红色荧光标记iPSC的3D分化及功能性神经元形成

图5. 红色荧光标记的iPSC在VitroGel® NEURON构建的3D水凝胶体系中，

使用RocketCell™ NSC Growth Medium, AOF分化为NSC，随后进一步成熟分化为神经元，培养14天。