SARM1荧光检测试剂盒（水解酶活性）：现货促销，错过恢复原价

在神经退行性疾病研究中，SARM1（含无菌α和TIR基序的蛋白1）正成为一个备受关注的药物靶点。作为Toll/白细胞介素受体-1（TIR）家族的成员，SARM1具有ADP-核糖环化酶和NAD⁺糖水解酶活性，能够将NAD⁺切割为ADPR（ADP-核糖）、cADPR和烟酰胺。该蛋白高表达于神经元中，当受到损伤或代谢应激时，SARM1激活导致轴突内NAD⁺耗竭，进而触发病理性轴突丢失——这一过程被称为Wallerian变性。近年研究发现，人类SARM1基因的功能获得性突变与肌萎缩侧索硬化症（ALS）相关，而敲除或抑制SARM1活性则能在脑损伤或药物诱导的神经损伤模型中保护轴突。因此，开发高效、可靠的SARM1活性检测方法，对于筛选潜在抑制剂及机制研究至关重要。

由艾美捷代理的BPS Bioscience推出的SARM1 Fluorogenic Assay Kit (Hydrolase Activity)（货号：78217），正是为满足上述需求而设计的一整套荧光法检测试剂盒。以下从核心原理、试剂盒组分、适用场景及操作要点等方面进行详细介绍。

图1：测定原理。

SARM1的水解酶活性是通过监测Etheno-NAD水解形成Etheno-ADPR+烟酰胺的过程来测量的。由于内部猝灭作用，Etheno-NAD本身不具有荧光性。当SARM1对其进行水解时，会释放出烟酰胺，从而使荧光信号增强，且荧光信号的增强与酶活性直接成正比。

 

一、检测原理与核心优势

本试剂盒采用荧光底物N⁶-乙XI-NAD⁺（e-NAD），该底物为天然NAD⁺的类似物。在重组人源SARM1酶（氨基酸28-724）的催化下，e-NAD被水解生成乙XI-ADP-核糖和烟酰胺。与天然反应产物不同，乙XI-ADP-核糖在特定波长激发下会发出强烈荧光（激发/发射波长约为300/410 nm）。通过实时监测荧光强度的增加速率，即可直接反映SARM1的水解酶活性。

 

相较于传统的HPLC或比色法，荧光法具有以下显著优势：

实时动态监测：无需终止反应，可连续读取动力学曲线。

灵敏度高：检测下限可达亚微摩尔级别。

操作简便：均相“混合-读取”模式，无需分离步骤。

高通量兼容：支持96孔和384孔板，适用于自动化筛选。

 

二、试剂盒组分与存储稳定性

该试剂盒提供两种规格（96次反应或384次反应），每个试剂盒包含以下核心组分：

重组人SARM1酶（28-724氨基酸，活性蛋白）

荧光底物e-NAD

SARM1检测缓冲液

阳性对照抑制剂DSRM-3716：用于验证实验体系及计算抑制率

 

所有组分在收货后按指示条件存储（通常为-80°C），自收货之日起6个月内保持最佳性能。用户需注意避免反复冻融，建议首次解冻后分装保存。

 

三、适用应用场景

本试剂盒主要面向两大应用方向：

1. 小分子抑制剂的筛选与IC50测定

在药物发现流程中，研究者可通过本试剂盒对化合物库进行初筛，快速识别具有SARM1抑制活性的先导化合物。试剂盒提供的DSRM-3716可作为阳性对照，便于计算待测化合物的相对抑制率。典型的384孔板筛选方案可在30分钟内完成酶反应与读数。

2. 酶动力学研究

通过改变底物浓度或酶浓度，可测定SARM1的动力学参数，如Kₘ、Vₘₐₓ及k_cat。这对于理解突变体（如ALS相关突变）的催化特性或比较不同抑制剂的作用模式（竞争性、非竞争性等）具有重要意义。

 

四、实验流程简要说明

1. 试剂准备：将SARM1酶、e-NAD底物及缓冲液置于冰上解冻，平衡至室温。

2. 反应体系构建（以96孔板为例）：每孔加入适量SARM1酶（通常为0.5–2 μg）与检测缓冲液，加入待测化合物或DMSO对照，预孵育5–10分钟。

3. 启动反应：加入e-NAD底物至终浓度（例如100 μM），立即置于荧光酶标仪中读数。

4. 数据采集：在激发300 nm/发射410 nm处，每1–2分钟读取一次，连续监测30–60分钟。反应速率（RFU/min）与酶活性成正比。

5. 数据分析：将抑制剂组的初始速率与对照组比较，计算抑制率及IC₅₀。

 

五、注意事项与配套建议

物种特异性：该试剂盒基于人源SARM1（hSARM1）设计，若研究小鼠或大鼠SARM1，需验证交叉反应性。

底物稳定性：e-NAD对光敏感，建议避光操作。

阳性对照：首次使用强烈建议运行DSRM-3716的剂量-响应曲线，以确认试剂盒及仪器状态。

辅助材料：用户需自行准备黑色/不透明底部的96或384孔板、多通道移液器及具备动力学读数功能的荧光酶标仪。

 

六、文献参考

Marques M., et al., 2019 Oncogene 38 (12): 2177-2191.

James D. I., et al., 2016 ACS Chem Biol 11 (11): 3179-3190.

Drown B. S., et al., 2018 Cell Chem Bio 25 (12): 1562-1570.