Kirkstall Quasi Vivo串联类器官共培养技术推动免疫相关疾病机制研究的核心路径（附应用案例）

 

类器官技术凭借其 “模拟体内组织结构、保留供体遗传背景、支持长期体外培养” 的独特优势，为免疫相关疾病（如癌症、炎症性肠病、感染性疾病等）的机制研究提供了 “体外微生理模型”，可从细胞互作、微环境调控、基因 - 免疫关联、动态病理过程四大维度突破传统模型局限，本文详细概述应用路径：

一、重构 “免疫细胞 - 靶器官上皮细胞” 互作模型，解析细胞间通讯机制

免疫相关疾病的核心病理特征往往是 “免疫细胞与靶器官上皮细胞的互作失调”（如 IBD 中 T 细胞攻击肠道上皮、癌症中免疫细胞与肿瘤细胞的双向调控），而类器官可通过 “共培养系统” 精准模拟这一过程，揭示细胞间通讯的分子机制。

（一）构建多样化共培养体系，覆盖不同免疫细胞类型

根据疾病类型选择靶器官类器官与对应免疫细胞进行共培养，还原体内免疫微环境的细胞组成：

1. 肿瘤免疫研究：采用 “肿瘤类器官（tumouroids）+ 肿瘤浸润免疫细胞” 共培养，模拟肿瘤微环境（TME）中的细胞互作。例如，将结直肠癌患者肿瘤类器官与自体肿瘤浸润淋巴细胞（TILs）、巨噬细胞共培养，可观察到 TILs 在类器官周围的浸润模式 —— 未处理组 TILs 因肿瘤细胞表达 PD-L1 而处于 “耗竭状态”（分泌 IFN-γ 减少、表达 PD-1 增加），而加入抗 PD-L1 抗体后，TILs 浸润能力增强且肿瘤细胞杀伤效率提升，证实 “PD-L1/PD-1 通路” 是肿瘤免疫逃逸的关键机制；同时发现肿瘤类器官分泌的 IL-10 可诱导巨噬细胞向 M2 型极化，进一步抑制 T 细胞功能，为 “抗 PD-L1 + 抗 IL-10” 联合治疗提供机制依据。
2. 炎症性疾病研究：以 IBD 为例，构建 “肠道类器官 + 外周血免疫细胞 / 肠道固有层免疫细胞” 共培养系统。例如，将健康人结肠类器官与 IBD 患者的 CD4+T 细胞共培养，发现患者 T 细胞可通过分泌 IFN-γ 诱导类器官上皮细胞凋亡（表现为类器官结构瓦解、紧密连接蛋白 occludin 表达下降），而加入 IFN-γ 中和抗体或 JAK 抑制剂可阻断这一过程，证实 “T 细胞来源的 IFN-γ 是肠道上皮损伤的核心介质”；进一步通过单细胞测序分析，发现患者 T 细胞中 “Th17 细胞亚群比例升高”，且其分泌的 IL-17 可协同 IFN-γ 增强上皮损伤效应，揭示 IBD 中 “Th17-Th1 细胞协同致病” 的新机制。
3. 感染性疾病研究：利用 “呼吸道 / 肠道类器官 + 固有免疫细胞” 共培养，解析病原体感染引发的免疫应答。例如，将人肺肺泡类器官与肺泡巨噬细胞共培养，感染新冠病毒（SARS-CoV-2）后，观察到巨噬细胞迅速激活并分泌 TNF-α、IL-6 等促炎细胞因子，同时类器官上皮细胞表达 ACE2（病毒受体）增加，进一步促进病毒复制；而加入 IL-6 受体拮抗剂（托珠单抗）可抑制巨噬细胞过度激活，减少上皮细胞损伤，为新冠炎症风暴的机制研究提供体外证据。

（二）借助技术手段精准调控互作过程，定位关键分子

1. 时空分辨率观察：结合活细胞成像技术（如共聚焦显微镜、光片显微镜），实时追踪免疫细胞与类器官的动态互作。例如，在 “肠道类器官 + 中性粒细胞” 共培养中，通过荧光标记中性粒细胞的整合素（LFA-1）和类器官上皮细胞的 ICAM-1（配体），观察到炎症刺激下中性粒细胞通过 “LFA-1/ICAM-1 结合” 黏附于类器官表面，随后穿越上皮屏障进入类器官内部，这一过程与体内肠道炎症中的中性粒细胞浸润模式一致，且阻断 LFA-1 可显著减少浸润，证实该通路是中性粒细胞迁移的关键。
2. 分子干预验证：通过基因编辑（CRISPR/Cas9）或药物抑制，特异性阻断候选分子，验证其在细胞互作中的作用。例如，在 “肝癌类器官 + NK 细胞” 共培养中，发现肝癌类器官高表达 MICA/B（NK 细胞激活受体 NKG2D 的配体），NK 细胞通过 NKG2D 识别 MICA/B 后激活并杀伤肿瘤细胞；而敲除类器官中的 MICA/B 基因或阻断 NKG2D，可显著降低 NK 细胞的杀伤效率，证实 “NKG2D-MICA/B 通路” 是肝癌免疫监视的核心分子轴。

二、模拟免疫微环境的 “多因素调控”，解析微环境失衡的致病机制

免疫相关疾病的发生不仅依赖 “细胞 - 细胞互作”，还与微环境中的细胞外基质（ECM）、细胞因子梯度、机械信号（如剪切力）、菌群代谢物等多因素相关，类器官可通过 “定制化微环境构建”，还原这些因素对免疫应答的调控作用。

（一）重构细胞外基质（ECM）的免疫调控作用

ECM 不仅是组织结构的 “支架”，还通过与免疫细胞表面受体（如整合素、TGF-β 受体）结合调控免疫细胞功能。类器官培养中可通过调整 ECM 成分（如胶原蛋白、Matrigel、纤维连接蛋白的比例），模拟健康与疾病状态下的 ECM 差异：

• 案例：在乳腺癌研究中，健康乳腺类器官培养于 “低刚度 ECM”（模拟正常乳腺组织），而乳腺癌类器官培养于 “高刚度 ECM”（模拟肿瘤纤维化微环境）。将两者与巨噬细胞共培养发现，高刚度 ECM 可通过激活巨噬细胞表面的整合素 β1，诱导其向 M2 型极化（分泌 IL-10、TGF-β），进而抑制 T 细胞的抗肿瘤活性；而降低 ECM 刚度或敲除整合素 β1，可恢复巨噬细胞的 M1 型极化（分泌 TNF-α、IL-12），增强 T 细胞杀伤，揭示 “ECM 刚度通过整合素通路调控巨噬细胞极化” 是肿瘤免疫抑制的重要机制。

（二）模拟细胞因子梯度与机械信号的免疫调控

1. 细胞因子梯度：利用Kirkstall Quasi Vivo微流控芯片技术，在类器官共培养系统中构建 “梯度化细胞因子环境”（如模拟炎症部位从 “炎症中心” 到 “正常组织” 的细胞因子浓度递减）。例如，在肠道类器官芯片中，通过微流控通道形成 “IL-22 梯度”（肠道炎症中上皮修复区的 IL-22 浓度高于损伤区），发现高浓度 IL-22 可促进类器官肠干细胞增殖（激活 STAT3 通路），而低浓度 IL-22 则诱导干细胞分化为杯状细胞（分泌黏液），证实 “IL-22 梯度通过调控干细胞命运参与肠道炎症修复”；同时发现梯度环境下，免疫细胞（如 ILC3）更易向高浓度 IL-22 区域迁移，揭示细胞因子梯度对免疫细胞归巢的引导作用。
2. 机械信号：在器官芯片中引入 “流体剪切力”（模拟血管血流、肠道蠕动）或 “细胞拉伸”（模拟肺部呼吸运动），研究机械信号对免疫应答的影响。例如，在肺类器官芯片中，模拟正常呼吸的 “周期性拉伸”（5%-10% 拉伸幅度，12 次 / 分钟），发现拉伸可促进类器官上皮细胞表达 TLR4（ Toll 样受体 4，识别细菌脂多糖 LPS），当加入 LPS 后，拉伸组的上皮细胞与巨噬细胞共培养体系中，促炎细胞因子（IL-1β、IL-8）分泌显著高于静态组，证实 “呼吸运动的机械信号可增强肺部对细菌感染的免疫应答”；而在慢性阻塞性肺疾病（COPD）模型中，过度拉伸（20% 幅度）则会导致上皮细胞 TLR4 表达下调，免疫应答减弱，解释了 COPD 患者易反复感染的机制。

（三）整合肠道菌群 - 免疫 - 上皮互作，解析菌群相关免疫疾病机制

肠道菌群代谢物（如短链脂肪酸 SCFAs、色氨酸代谢物）是调控肠道免疫稳态的关键因素，类器官可通过 “类器官 - 菌群 / 菌群代谢物 - 免疫细胞” 共培养，解析菌群对免疫疾病的影响：

• 案例：在 IBD 研究中，将健康人肠道类器官与自体 PBMCs 共培养，同时加入健康人肠道菌群的 SCFAs（如丁酸盐）或 IBD 患者菌群的代谢物（如吲哚乙酸）。发现丁酸盐可通过激活类器官上皮细胞的 GPR43 受体，促进其分泌 IL-18（增强肠道屏障功能），同时抑制 PBMCs 中 Th17 细胞分化；而 IBD 患者菌群的吲哚乙酸则会抑制上皮细胞 IL-18 分泌，促进 Th17 细胞增殖，导致类器官上皮损伤。进一步通过宏基因组测序发现，IBD 患者菌群中 “丁酸盐产生菌（如 Faecalibacterium prausnitzii）减少”，而 “吲哚乙酸产生菌增加”，证实 “菌群代谢物失衡通过调控上皮 - 免疫互作参与 IBD 发病”。

三、结合基因编辑与患者来源类器官，解析 “基因 - 免疫” 关联机制

免疫相关疾病多具有遗传易感性（如 IBD 的 NOD2 基因、类风湿关节炎的 HLA-DRB1 基因），类器官可通过 “基因编辑 + 患者来源类器官（PDOs）” 的组合，精准解析 “遗传变异如何通过调控免疫应答引发疾病”。

（一）基因编辑类器官：验证单个基因的免疫调控功能

通过 CRISPR/Cas9 在健康人干细胞类器官中 “敲入致病突变” 或 “敲除候选基因”，单独评估基因变异对免疫应答的影响：

• 案例 1（IBD 的 NOD2 基因）：在健康人肠道类器官中敲入 NOD2 基因的致病突变（如 R702W），与野生型类器官对比发现，突变类器官对细菌细胞壁成分（MDP，NOD2 配体）的应答显著异常 —— 野生型类器官会分泌 IL-22（促进屏障修复），而突变类器官则分泌大量 IL-1β（促炎），且与 PBMCs 共培养时，突变类器官更易诱导 T 细胞向 Th1 型分化（分泌 IFN-γ），证实 “NOD2 突变通过增强促炎应答、削弱修复应答参与 IBD 发病”。
• 案例 2（癌症的 HLA 基因）：在肝癌类器官中敲除 HLA-A 基因（负责呈递肿瘤抗原给 CD8+T 细胞），发现敲除后的类器官无法被肿瘤抗原特异性 CD8+T 细胞识别，T 细胞杀伤效率下降 90% 以上；而回补 HLA-A 基因则可恢复 T 细胞杀伤，证实 “HLA-A 表达缺失是肝癌免疫逃逸的重要遗传机制”。

（二）患者来源类器官（PDOs）：解析遗传异质性对免疫机制的影响

不同患者的遗传背景差异（如单核苷酸多态性 SNP、拷贝数变异 CNV）会导致免疫应答的异质性，PDOs 因保留患者遗传特征，可用于解析这种异质性的机制：

• 案例（肺癌免疫治疗响应差异）：收集 20 例非小细胞肺癌（NSCLC）患者的 PDOs，均携带 EGFR 突变，但 TMB（肿瘤突变负荷）不同（高 TMB 组 10 例，低 TMB 组 10 例）。将 PDOs 与自体 PBMCs 共培养，加入抗 PD-1 抗体后发现，高 TMB 组 PDOs 的 T 细胞浸润率（CD8+T 细胞比例）显著高于低 TMB 组，且高 TMB 组 PDOs 分泌的肿瘤抗原肽更多，可更有效激活 T 细胞；进一步通过全外显子测序发现，高 TMB 组患者的 “抗原呈递相关基因（如 B2M、TAP1）表达正常”，而低 TMB 组患者中 3 例存在 B2M 基因突变（导致 HLA 分子无法表达），证实 “TMB 水平 + 抗原呈递基因状态共同决定肺癌患者对 PD-1 抑制剂的响应”，为免疫治疗疗效预测提供机制依据。

四、动态模拟免疫疾病的 “病理进程”，解析疾病发展的阶段特异性机制

传统细胞模型多为 “静态快照”，无法模拟免疫疾病从 “稳态 - 炎症启动 - 慢性进展 - 修复 / 恶化” 的动态过程，而类器官可通过 “长期培养 + 分步诱导”，还原疾病的动态病理，解析不同阶段的关键机制。

（一）模拟炎症性疾病的 “急性发作 - 慢性化” 过程

以 IBD 为例，通过 “分步诱导” 构建动态模型：

1. 急性炎症阶段：向健康人肠道类器官 + PBMCs 共培养体系中加入 TNF-α（模拟急性炎症触发），观察到 1-3 天内类器官上皮细胞凋亡增加、屏障功能下降，同时 PBMCs 中 Th1/Th17 细胞比例升高，这与 IBD 急性发作期的病理特征一致；通过转录组分析发现，急性阶段 “NF-κB 通路显著激活”，而抑制 NF-κB 可缓解上皮损伤。
2. 慢性化阶段：持续低剂量 TNF-α 刺激（2-4 周），模拟慢性炎症，发现类器官逐渐出现 “纤维化样改变”（胶原沉积增加、成纤维细胞活化），同时 PBMCs 中出现 “耗竭型 T 细胞”（表达 PD-1、TIM-3），其分泌 IFN-γ 的能力下降；进一步研究发现，慢性阶段类器官分泌的 TGF-β 增加，可诱导 Treg 细胞分化，但这些 Treg 细胞的免疫抑制功能减弱（因表达 IL-17），形成 “致病性 Treg 细胞”，加剧炎症慢性化，揭示 IBD 从急性转为慢性的关键机制 ——“Treg 细胞功能异常 + 纤维化”。

（二）模拟肿瘤免疫的 “免疫监视 - 免疫逃逸 - 免疫治疗响应” 过程

在肿瘤类器官中动态模拟肿瘤免疫的发展阶段：

1. 免疫监视阶段：将早期肺癌类器官（低突变负荷）与自体 PBMCs 共培养，发现 NK 细胞和 CD8+T 细胞可识别并杀伤肿瘤细胞，类器官生长受抑，证实 “免疫监视可抑制早期肿瘤进展”；此时肿瘤细胞表达 NKG2D 配体（MICA/B），为 NK 细胞识别提供信号。
2. 免疫逃逸阶段：持续培养 4-6 周，发现部分肿瘤类器官出现 “免疫逃逸表型”——MICA/B 表达下调，同时分泌 PD-L1 和 IL-10，诱导 T 细胞耗竭；通过基因测序发现，这些类器官发生 “JAK2 基因突变”，导致 STAT3 通路持续激活，进而调控 PD-L1 和 IL-10 表达，揭示 “JAK2 突变通过激活 STAT3 通路介导肿瘤免疫逃逸” 的新机制。
3. 免疫治疗响应阶段：向逃逸阶段的类器官中加入抗 PD-1 抗体 + JAK 抑制剂，发现联合治疗可恢复 T 细胞杀伤功能，类器官生长受抑，而单独使用抗 PD-1 抗体则效果不佳，证实 “JAK2 突变是 PD-1 抑制剂耐药的原因之一，联合 JAK 抑制剂可逆转耐药”。

Kirkstall Quasi Vivo类器官与串联多器官芯片

 

总 结 与 展 望

Kirkstall Quasi Vivo® 串联多细胞 / 器官动态仿生共培养系统，凭借微流控技术支撑的 “动态生理模拟” 与 “多器官串联” 核心优势，可针对性突破当前类器官研究在免疫相关疾病机制探索中的瓶颈，为领域带来多维度革新。

在细胞互作机制解析层面，该系统能精准复现免疫细胞与靶器官上皮细胞互作的 “动态时空场景”。例如研究 IBD 时，可通过微流控通道构建肠道类器官与 T 细胞、巨噬细胞的串联共培养，模拟肠道蠕动的机械剪切力与细胞因子梯度，实时观察 T 细胞从 “血管募集→上皮黏附→屏障浸润” 的完整过程，同时监测不同区域细胞因子（如 IFN-γ、IL-22）的动态变化，破解传统静态共培养无法捕捉的 “免疫细胞迁移 - 功能调控” 关联机制。

针对免疫微环境多因素调控研究，Kirkstall Quasi Vivo® 串联多细胞 / 器官动态仿生共培养系统其多器官串联设计可实现 “肠道 - 肝脏 - 免疫细胞” 等跨器官互作模拟。以肠道菌群相关免疫疾病为例，系统能将肠道类器官（接触菌群代谢物）、肝脏类器官（代谢转化）与免疫细胞串联，动态追踪菌群代谢物（如丁酸盐）经肠道吸收、肝脏转化后，对免疫细胞分化的影响，揭示 “菌群 - 器官 - 免疫” 轴的上下游调控通路，弥补单一器官类器官无法模拟的系统级免疫调控机制。

在基因 - 免疫关联验证中，该系统可结合基因编辑类器官，实现 “遗传变异 - 动态免疫应答” 的高通量分析。例如对携带不同 NOD2 突变的肠道类器官，通过系统的动态培养与实时检测，量化不同突变型类器官在炎症刺激下的免疫细胞招募效率、细胞因子分泌规律差异，快速验证遗传变异对免疫应答的影响权重，加速免疫相关疾病遗传机制的筛选与确认。

未来，随着该系统与单细胞测序、活细胞成像等技术的深度融合，有望构建 “患者特异性动态免疫疾病模型”，为解析个体化免疫疾病机制、开发精准靶向疗法提供更贴近临床的研究工具，推动免疫相关疾病机制研究从 “静态模拟” 迈向 “动态精准还原”。

Kirkstall Quasi Vivo® 串联多细胞 / 器官动态仿生共培养系统——类器官技术通过 “重构细胞互作、模拟微环境、解析基因 - 免疫关联、动态还原病理进程” 四大核心路径，为免疫相关疾病机制研究提供了 “更贴近体内、可精准调控、可长期观察” 的体外模型。其优势在于：既能还原疾病的复杂性（如多细胞、多因素互作），又能通过技术手段（共培养、基因编辑、微流控）实现 “精准拆解”，定位关键细胞、分子与通路，从而突破传统模型的局限，推动免疫疾病机制研究从 “宏观现象” 深入到 “分子调控”，为疾病诊断标志物发现、靶向药物开发提供核心理论依据。

Kirkstall Quasi Vivo®类器官串联3D动态灌流共培养系统